Allium ursinum et Allium oschaninii contre les biofilms mono- et polymicrobiens de Klebsiella pneumoniae et Candida albicans dans des modèles in vitro statiques et dynamiques
Référence : Microorganisms 2020. — PMID 32120894 · DOI 10.3390/microorganisms8030336 Type : etude in vitro · Plante : Ail des ours · Propriété → Antimicrobien Accès : ⭐ libre (open access) → texte intégral traduit Fidélité : traduction intégrale et fidèle du texte des auteurs. Appels [n] omis ; figures/tableaux « [ ] ».
Résumé
La présente étude évalue l’activité antibiofilm potentielle in vitro d’extraits d’Allium ursinum et d’Allium oschaninii sauvages. Les principes actifs des extraits ont été obtenus par une technique nommée Naviglio (extraction dynamique solide–liquide rapide, RSLDE) qui repose sur une méthodologie d’extraction solide–liquide innovante et verte. Les extraits ont été testés contre des modèles de structures de biofilms mono- et polymicrobiens d’agents pathogènes cliniquement résistants aux antibiotiques, Klebsiella pneumoniae ATCC 10031 et Candida albicans ATCC 90028. Les biofilms ont été étudiés à l’aide d’un modèle statique et d’un modèle dynamique (plaques de microtitration et réacteur CDC) sur trois surfaces différentes reproduisant ce qui se passe sur les dispositifs médicaux implantables. Les activités antimicrobiennes ont été déterminées par la concentration minimale inhibitrice (CMI), tandis que l’activité antibiofilm a été évaluée par la concentration minimale d’éradication du biofilm (MBEC) à l’aide d’un test de biofilm au cristal violet (CV) et de dénombrements d’unités formant colonie (UFC). Les résultats ont montré que les deux extraits d’Allium éradiquaient bien les biofilms des micro-organismes testés ; les biofilms sur Téflon étaient plus sensibles aux extraits que ceux sur polypropylène et polycarbonate, suggérant que, lorsqu’ils sont cultivés sur un substrat complexe, les biofilms peuvent être plus tolérants aux antibiotiques. Nos données apportent des avancées significatives sur les tests de sensibilité antibiotique des biofilms cultivés sur des matériaux biologiquement pertinents pour de futures applications in vitro et in vivo.
1. Introduction
Les biofilms formés par des bactéries multirésistantes représentent un problème majeur de santé publique car des doses élevées d’antibiotiques sont nécessaires pour les éliminer. Par conséquent, des effets toxiques sont couramment rapportés chez les patients.
La propagation de la résistance aux antibiotiques en milieu hospitalier et dans les communautés où des biofilms sont impliqués a stimulé le développement de stratégies innovantes capables de résoudre ce problème. En raison de la lente diffusion des antibiotiques à travers la matrice du biofilm, la présence de biofilms représente un problème d’éradication difficile par rapport aux bactéries planctoniques.
Klebsiella pneumoniae est considérée comme un pathogène opportuniste important chez les patients hospitalisés et peut causer des infections extra-intestinales, telles que des infections des voies urinaires, une bactériémie, des infections liées aux dispositifs, une pneumonie associée à la ventilation et une pneumonie communautaire.
K. pneumoniae peut former des biofilms, un agrégat dans lequel des cellules intégrées dans une matrice auto-produite de substances polymériques extracellulaires adhèrent les unes aux autres et/ou à une surface.
La formation de biofilm a été identifiée comme l’un des principaux mécanismes de virulence dans les infections humaines à K. pneumoniae.
De plus, les cellules de K. pneumoniae au sein des biofilms sont partiellement protégées des défenses immunitaires, la matrice bloque l’accès aux anticorps et aux peptides antibactériens, réduit l’efficacité du complément et de la phagocytose, et réduit les réponses, ce qui conduit à une infection chronique.
Des études récentes suggèrent que les techniques de culture standard ne détectent pas toutes les bactéries présentes dans l’espace articulaire infecté, ce qui conduit à une thérapie antimicrobienne inadéquate.
Candida albicans est un pathogène fongique important. On le trouve dans plus de 90 % des infections fongiques humaines et il est un facteur étiologique important des infections nosocomiales qui impliquent la formation d’un biofilm sur des dispositifs médicaux tels que les cathéters urinaires, les prothèses dentaires et les implants en silicone.
Comme aucune thérapie n’est capable d’éradiquer complètement les biofilms de C. albicans, le retrait et/ou le remplacement des dispositifs est parfois nécessaire.
C. albicans et K. pneumoniae sont connus pour coloniser les mêmes habitats.
L’importance des infections polymicrobiennes causées par un mélange de bactéries et de champignons est de plus en plus reconnue en milieu médical et leur complexité représente un défi supplémentaire pour trouver une stratégie de traitement efficace.
L’abus d’antibiotiques a conduit à une résistance clinique accrue des micro-organismes et à l’apparition d’infections inhabituelles ; de nombreuses infections sont causées par des micro-organismes qui résistent à la réponse aux traitements conventionnels. Il est nécessaire de développer de nouveaux agents antimicrobiens capables d’inhiber la formation ou de détruire les biofilms matures, augmentant la sensibilité des microbes aux antibiotiques.
Il existe un intérêt croissant pour l’utilisation de composés dérivés de plantes médicinales comme agents antimicrobiens alternatifs.
Il a été rapporté que les produits phytothérapeutiques naturels sont une riche source d’agents antimicrobiens. L’ail (Allium sativum) a été considéré comme une arme contre les pathogènes multirésistants, il possède une activité à large spectre contre diverses infections bactériennes, virales et fongiques avec un faible potentiel de développement de résistance en raison de la présence de multiples sites d’action.
De nombreuses études ont identifié les effets anticancéreux, antioxydants, antimicrobiens, hypolipémiants, anti-inflammatoires et antiparasitaires de l’ail.
Allium est un genre appartenant aux Amaryllidaceae ; il comprend de nombreuses espèces vivant dans les régions tropicales, subtropicales et tempérées.
L’Allium ursinum européen, appelé « ail des ours », n’est pas bien caractérisé et des recherches récentes ont mis en évidence ses effets anticancéreux, anti-inflammatoires, antiviraux, antiplaquettaires et hypolipémiants. A. ursinum est utilisé depuis des siècles en médecine traditionnelle et est une espèce herbacée vivace, de large distribution à la fois en Europe et en Asie.
Allium oschaninii O. Fedtsch. est une espèce vivace semblable à l’oignon commun, elle est répandue dans les zones montagneuses d’Asie centrale, où elle pousse à l’état sauvage sur les terrasses rocheuses et les pentes pierreuses.
Cette étude vise à évaluer pour la première fois les activités antimicrobiennes et antibiofilm d’extraits bruts de deux espèces d’Allium obtenus par une méthode verte, à l’aide d’un dispositif spécial, l’extracteur Naviglio, capable de réduire les temps d’extraction avec un très bon rendement, tout en permettant l’extraction des principes actifs en évitant leur dégradation.
L’activité de ces extraits d’A. ursinum et d’A. oschaninii a été testée contre des biofilms monomicrobiens et polymicrobiens en évaluant en parallèle le modèle statique de biofilms cultivés en plaques de microtitration et un modèle dynamique de biofilms cultivés dans le réacteur CDC.
Compte tenu de la grande importance d’étudier les biofilms dans des conditions reproduisant autant que possible celles trouvées dans l’environnement de différents types de dispositifs utilisés dans le domaine médical, l’attachement des bactéries et des levures et les biofilms polymicrobiens formés par K. pneumoniae et C. albicans, sur la surface externe de ces matériaux, ont été comparés.
Nous avons testé des coupons en polycarbonate, en polypropylène ou en Téflon parce que ces surfaces sont souvent utilisées pour les dispositifs médicaux. Des groupes de coupons ont été placés dans un réacteur à biofilm CDC (CDC-BR, modèle CBR 90, Biosurface Technologies Corporation, Bozeman, MT) développé par les Centers for Disease Control et utilisé pour étudier les biofilms formés par divers types de bactéries. Le protocole utilisé par ce réacteur a été approuvé par l’ASTM (American Society for Testing and Materials) comme méthode standard pour la croissance répétée de biofilms de Pseudomonas aeruginosa sur des surfaces en polycarbonate (désignation E 17). Le réacteur à biofilm CDC a été reconnu comme un système de réacteur fiable et reproductible pour clarifier divers aspects de la physiologie, de la morphologie, de la dynamique de croissance et de la sensibilité aux antibiotiques vis-à-vis du biofilm. Le réacteur à biofilm CDC est un système dynamique dans lequel les nutriments sont réapprovisionnés en continu et la capacité peut varier d’un écoulement laminaire à un écoulement turbulent selon le système de réacteur. Les cellules à flux sont un outil utile pour permettre des études détaillées de l’attachement initial et des événements de retrait du biofilm, deux aspects importants des stratégies de contrôle des biofilms.
Les biofilms se développent, in vivo, dans une gamme diverse de conditions, et doivent donc être étudiés in vitro à l’aide de systèmes dynamiques de laboratoire qui modélisent diverses conditions et reproduisent les conditions d’écoulement de fluide rencontrées sous contrainte de cisaillement. Ce modèle a l’avantage d’être peu coûteux à établir et facile à reproduire et à manipuler.
Nous avons également étudié les différences de formation de biofilm et de tolérance antimicrobienne des deux extraits sur des espèces uniques par rapport aux biofilms mixtes.
2. Matériels et méthodes
2.1. Matériel végétal et extraction/préparation des échantillons d’ail
A. ursinum et A. oschaninii ont tous deux été obtenus du Jardin botanique de l’Université Federico II.
L’extrait d’ail a été obtenu par extraction dynamique solide–liquide rapide (RSLDE) réalisée à l’aide d’un Extracteur Naviglio® (AtlasFiltri Engineering S.r.l., Padoue, Italie). Il s’agit d’un appareil qui permet une extraction solide–liquide rapide, maintenant le liquide en contact avec le solide dans des cycles programmables de pressurisation–dépressurisation entre la pression atmosphérique et 8–9 bar (Principe de Naviglio).
L’ail (200 g) a été délicatement broyé puis extrait à l’aide de 500 mL de méthanol comme solvant d’extraction. Le programme était : 2 min pour la phase statique et 2 min pour la phase dynamique ; le nombre total de cycles était de 360 et le temps total d’extraction était de 24 h. Toutes les expériences ont été réalisées en triple.
Les principaux composés trouvés dans l’extrait contenaient des substances soufrées.
L’extrait obtenu a ensuite été filtré dans des béchers stériles et le filtrat concentré à sec par un évaporateur rotatif à basse température (30 °C). L’extrait sec a été conservé à 4 °C pour un usage ultérieur.
La concentration initiale de 500 µg/mL a ensuite été diluée avec de l’eau distillée stérile pour obtenir des concentrations de 5–250 µg/mL, pour les utilisations ultérieures.
2.2. Souches et conditions de culture
Les micro-organismes de test K. pneumoniae ATCC 10031 et C. albicans ATCC 90028 ont été maintenus dans des cultures stock de glycérol à −80 °C avant utilisation et propagés par étalement sur gélose tryptone soja (TSA) (Oxoid). Des colonies uniques de bactéries et de champignons issues des cultures d’une nuit ont été inoculées dans du bouillon tryptone soja (TSB) (Oxoid) avec 1 % de glucose pour C. albicans et sans 1 % de glucose pour K. pneumoniae, puis incubées dans un incubateur agité à 37 °C.
2.3. Test antimicrobien
La détermination de la concentration minimale inhibitrice (CMI) des deux extraits a été réalisée par la méthode de microdilution selon le Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), à l’aide de plaques de microtitration à 96 puits et de suspensions de micro-organismes préparées dans du bouillon tryptone soja avec ou sans 1 % de glucose. Dans chaque puits, 100 μL de milieu frais avec des concentrations croissantes d’extrait ont été introduits et 100 μL de suspension microbienne ont été ajoutés, atteignant une concentration finale de 5 × 10⁵ UFC/mL.
Les extraits d’A. ursinum et d’A. oschaninii ont été utilisés à des concentrations allant de 5 à 250 μg/mL.
Après 24 h d’incubation à 37 °C, l’absorbance a été mesurée à une longueur d’onde de 590 nm par la méthode de turbidité à l’aide d’un lecteur de plaques ELISA (SINERGY Ha BioTek).
La concentration minimale bactéricide ou fongicide (MBC/MFC) des deux extraits nécessaire pour tuer ≥ 99,9 % des bactéries a été déterminée en inoculant 10 μL des puits présentant la concentration de la CMI sur TSA incubé pendant 24 h à 37 °C pour dénombrer les cellules viables. La concentration la plus basse qui a conduit à une diminution de ≥ 99,9 % des UFC/mL a été considérée comme la MBC.
2.4. Biofilm mono- et bi-espèces : modèle statique in vitro
Un test de biofilm décrit précédemment a été réalisé pour évaluer la formation de biofilm par les souches examinées, en plaques de polystyrène à 96 puits selon Stepanović et al.
En bref, 200 µL d’une suspension cellulaire, contenant 1 × 10⁷ cellules/mL de chaque micro-organisme pour les biofilms monomicrobiens et un mélange de 10⁵ UFC/mL de C. albicans et 10⁶ UFC/mL de K. pneumoniae pour les biofilms bi-espèces préparés dans du TSB 0,1 %, ont été ajoutés à des plaques de polystyrène à 96 puits. La formation de biofilm a été autorisée à se produire pendant 24 h (pour évaluer la formation de biofilm) ou 48 (pour évaluer l’éradication du biofilm mature) à 37 °C. Les micro-organismes adhérents aux plaques de polystyrène à 96 puits ont été lavés deux fois avec une solution de NaCl à 0,9 % et laissés sécher en position inversée. La biomasse totale a été mesurée par coloration au cristal violet et élution à l’acide acétique comme décrit précédemment.
Les expériences ont été réalisées en triple dans trois expériences indépendantes. Un milieu sans micro-organismes a été utilisé comme témoin négatif. La formation de biofilm a été mesurée sous forme de densité optique (DO₅₇₀) et interprétée comme formateurs de biofilm faibles, modérés ou forts selon les critères de Saxena et al.
2.5. Biofilm mono- et bi-espèces : modèle dynamique de biofilm in vitro
Des biofilms mono- et polymicrobiens ont également été développés dans des conditions dynamiques de cisaillement à l’aide du réacteur à biofilm CDC.
Les biofilms ont été cultivés sur des coupons en polycarbonate, polypropylène et Téflon insérés dans des tiges (trois coupons par tige) montées dans un réacteur à biofilm CDC selon les recommandations de l’U.S. Environmental Protection Agency.
En bref, 400 mL de TSB supplémenté avec 1 % de glucose ont été inoculés avec 1 mL d’une culture d’une nuit des micro-organismes seuls ou ensemble à une concentration de 10⁸ UFC/mL mélangés à un rapport 1:1. Chaque culture a été incubée dans le réacteur à biofilm avec une agitation de 125 ± 5 tr/min à 21 ± 2 °C pendant 24 h en mode discontinu.
Après 24 h, un flux constant de 11,7 ± 0,2 mL/min d’un total de 20 L de milieu pour une incubation supplémentaire de 24/48 h sous flux continu (réacteur à cuve agitée à flux continu, CSTR), a été appliqué selon les normes ASTM E2562-12. L’accumulation de biofilm développée à la surface des coupons a été évaluée comme le nombre total de micro-organismes viables. En effet, après 24 h (pour évaluer la formation de biofilm) ou 48 h (pour évaluer l’éradication du biofilm mature), les coupons ont été retirés aseptiquement de la chambre et les cellules planctoniques ont été éliminées par rinçage avec 1 mL de PBS stérile.
Pour dénombrer les UFC des coupons, les biofilms ont été détachés en grattant la surface du coupon avec un bâtonnet en bois stérile. Ensuite, les cellules du biofilm ont été suspendues dans 3 mL de PBS et passées au vortex pendant 5 min. Les aliquotes ont été diluées en série, étalées pour le dénombrement des UFC, et les densités cellulaires en log₁₀ UFC/cm² des surfaces des coupons ont été calculées.
Les formules suivantes ont été utilisées selon la norme ASTM E2562-17.
Log₁₀ (UFC/cm²) = Log₁₀ (moyenne UFC/volume étalé) × (volume gratté/surface coupon) × (dilution)
2.6. Éradication du biofilm établi
Le traitement des biofilms statiques et dynamiques a été réalisé avec différentes concentrations allant de 5 à 75 µg/mL d’extraits d’Allium sp. Les biofilms matures ont été incubés pendant 24 h avec nos extraits, après quoi ils ont été collectés et soniqués. Enfin, l’effet d’éradication des extraits sur les structures de biofilm a été comparé au groupe témoin en mesurant la concentration minimale d’éradication du biofilm (MBEC) en dénombrant les UFC.
C. albicans et K. pneumoniae ont été étalés sur gélose TSB supplémentée avec du chloramphénicol (Sigma-Aldrich, États-Unis) pour la croissance sélective de C. albicans ou avec de l’amphotéricine B (Sigma-Aldrich, États-Unis) pour la croissance sélective de K. pneumoniae.
En bref, après incubation, le contenu des puits/coupons a été jeté et les biofilms ont été dilués en série et dénombrés comme rapporté précédemment.
De plus, pour chaque traitement, nous avons calculé le pourcentage de destruction selon la formule : % Destruction = (1 − 10⁻ᴸᴿ)·100, (1) LR = Log₁₀ moyen des coupons non traités − Log₁₀ moyen des coupons traités. (2)
La densité log₁₀ pour chaque coupon est calculée comme suit : Log₁₀ (UFC/coupon) = Log₁₀ (X/B) × (V/D), (3) où X = UFC moyenne des plaques d’échantillon répliquées, B = volume étalé, V = volume d’extraits, D = 10⁻ᵏ, et k = dilution comme rapporté dans la norme ASTM E2562-17.
2.7. Analyse statistique
Les analyses statistiques ont été réalisées à l’aide de SigmaPlot 11.0 (Systat Software, Inc., USA).
Les valeurs sont exprimées sous forme de moyenne ± écart-type (±SD). Les comparaisons statistiques entre les valeurs log microbiologiques moyennes ont été réalisées à l’aide de l’ANOVA à un facteur (p < 0,001). Une comparaison multiple par paires a été appliquée aux différents composés et matériaux sélectionnés (test de Holm–Sidak, p < 0,05).
3. Résultats et discussion
Il s’agit du premier rapport sur deux extraits différents de produits botaniques obtenus par une méthode d’extraction rapide (l’extracteur Naviglio) et testés pour leur activité antibiofilm. Le processus actif dû à la haute pression à l’intérieur et à la basse pression à l’extérieur a permis l’extraction de substances de la matrice solide en un court laps de temps et à basse température avec une bonne reproductibilité de l’extraction et surtout la production d’extraits de haute qualité qui sont des phyto-complexes à action synergique.
Les deux composés ont été extraits des feuilles de deux espèces fraîches d’Allium, et l’action de leurs composés soufrés vis-à-vis des micro-organismes a été testée car il est connu que l’action antimicrobienne des composés soufrés dépend de leur caractère hydrophile ou lipophile.
Dans cette étude, nous avons d’abord évalué l’attachement microbien et la formation de biofilm sur les différents matériaux aux propriétés physicochimiques variées.
Par conséquent, nous avons utilisé en parallèle le modèle statique de biofilms cultivés en plaques de microtitration précédemment expérimenté dans notre laboratoire et un modèle dynamique de biofilms cultivés dans le réacteur CDC qui permet la simulation des conditions dynamiques pendant la formation du biofilm.
Dans chaque expérience, deux micro-organismes, C. albicans et K. pneumoniae seuls ou ensemble, ont été comparés puisque les deux peuvent coloniser différents substrats (sable, plastique, acier inoxydable, surfaces cutanées, sang, foie et autres organes) dans une large gamme de conditions environnementales.
Les interactions de C. albicans et K. pneumoniae modulent leur environnement chimique local de multiples façons pour créer des niches favorables à leur croissance et à leur survie. Ces communautés de biofilm, formées dans l’hôte ou sur des surfaces abiotiques telles que les dispositifs médicaux, peuvent augmenter la virulence, la tolérance aux médicaments et l’évasion immunitaire.
La CMI et la MBC/MFC des extraits d’Allium ont été évaluées à la fois sur K. pneumoniae et C. albicans à des concentrations allant de 5 à 250 μg/mL et les résultats sont présentés dans le tableau 1 [ ].
Les deux extraits ont montré une activité antimicrobienne contre les deux souches testées et le plus sensible était C. albicans avec une CMI de 75 μg/mL et une MFC de 150 μg/mL pour l’extrait d’A. ursinum, et 80 μg/mL de CMI et 100 μg/mL de MFC pour l’extrait d’A. oschaninii.
Les deux micro-organismes étaient capables de former des biofilms monomicrobiens et polymicrobiens consistants de manière statique et le test de biofilm au cristal violet a été utilisé pour les quantifier, comme le montre la figure 1 [ ].
Nous avons observé que K. pneumoniae était un fort producteur de biofilm tandis que C. albicans montrait une production de biofilm modérée, mais lorsqu’ils formaient un biofilm mixte, l’adhérence et la croissance des deux micro-organismes étaient affectées par la présence l’un de l’autre et le résultat était un fort biofilm polymicrobien, corroborant l’idée que, dans les biofilms polymicrobiens, les protéines sécrétées par les micro-organismes peuvent jouer des rôles importants dans les interactions.
Dans la figure 2, les biofilms totaux produits par K. pneumoniae et/ou C. albicans sur trois matériaux de support différents, de manière dynamique et statique, sont quantifiés [ ].
Des coupons en Téflon, polypropylène et polycarbonate ont été utilisés dans le réacteur à biofilm CDC contenant 400 mL de TSB qui avait été inoculé avec une souche individuelle de K. pneumoniae et C. albicans pour obtenir des populations de 6 log UFC/mL. Le réacteur a été réglé avec un débit constant à 11,7 ± 0,2 mL/min pendant 24 h. Les deux micro-organismes ont démontré la capacité de former des biofilms mono- et polymicrobiens sur les trois coupons de manière dynamique, montrant une adhésion allant jusqu’à 70 %. Il y avait des différences entre les trois matériaux et les deux micro-organismes.
Les résultats ont indiqué que les textures plus rugueuses (polypropylène) présentaient plus d’attachement microbien et de formation de biofilm que celles à textures plus lisses (Téflon). Les biofilms les plus épais ont été obtenus sur Téflon.
Ces matériaux diffèrent par leurs propriétés physicochimiques de surface et leur texture de surface, conduisant à des interactions différentes avec les micro-organismes lors de l’attachement initial et de l’expansion de la biomasse. Dans les conditions dynamiques, la souche la plus fortement formatrice de biofilm, sur tous les matériaux testés, reste K. pneumoniae, et dans ces conditions le biofilm polymicrobien est une fois de plus moins fort que cette dernière. Les différences entre les trois matériaux différents et les deux micro-organismes différents sont significatives, sauf pour le polypropylène et le polycarbonate où la formation de biofilm était la même pour les deux micro-organismes.
Nous avons remarqué une augmentation générale de la croissance du biofilm sur les coupons dans les conditions statiques par rapport aux conditions dynamiques. Des différences significatives entre les trois matériaux ont été trouvées lorsqu’ils étaient cultivés de manière statique.
Pour évaluer l’efficacité antibiofilm des deux extraits, des sous-CMI de ceux-ci ont été sélectionnées pour l’étude de l’éradication du biofilm réalisée de manière statique et dynamique.
Les figures 3 et 4 résument les effets des deux extraits sur les biofilms matures en monoculture et mixtes cultivés de manière statique et dynamique [ ].
Après 48 h, les puits/coupons ont été traités avec les deux extraits à 5, 10, 25, 50 ou 75 μg/mL pendant 24 h. Les traitements à des concentrations variables des deux extraits d’Allium sur les biofilms statiques mono- et polymicrobiens sont présentés dans la figure 3. Les deux extraits ont montré une réduction significative des biofilms de manière dose-dépendante, même si nous pouvons observer que l’extrait d’A. ursinum (figure 3A) a montré les effets les plus efficaces et constants, tandis que l’éradication avec A. oschaninii était plus efficace seulement à des doses majeures. Les différences des valeurs moyennes entre les groupes de traitement sont plus grandes que ce à quoi on s’attendrait par hasard ; il y a une différence statistiquement significative (p ≤ 0,001). Toutes les procédures de comparaison multiple par paires (méthode de Holm–Sidak) ont montré un niveau de significativité global, sauf pour les concentrations plus faibles pour les deux micro-organismes seuls ou ensemble.
Dans la figure 4, les traitements d’éradication sur les biofilms CDC mono- et polymicrobiens sont rapportés [ ]. Les populations survivantes ont été déterminées en grattant les coupons et en étalant sur milieu sélectif. Les extraits à 50 μg/mL ont significativement inactivé tous les biofilms sur les deux surfaces de Téflon et de polycarbonate, par rapport au témoin (p < 0,05). Une réduction maximale de 7 log₁₀–1 log₁₀ UFC/cm² a été obtenue à la concentration la plus élevée utilisée dans l’expérience (75 μg/mL).
Pour permettre la mesure parallèle de la destruction du biofilm et du retrait du biofilm en éliminant toute variabilité d’expérience à expérience, les UFC/coupons et le pourcentage de destruction ont été calculés. Le pourcentage de destruction utilisé pour évaluer l’efficacité microbicide totale des deux extraits d’Allium a montré une valeur d’environ 99 % de micro-organismes tués lorsque nous avons calculé la moyenne des différentes concentrations d’Allium sur les différents matériaux ensemble. En effet, le LR (Log₁₀ moyen des coupons non traités − Log₁₀ moyen des coupons traités) précédemment rapporté était compris entre 4 et 5,5. Nous avons obtenu un retrait cellulaire accru lorsque les surfaces étaient en polycarbonate et en Téflon, qui de toute façon montraient une formation de biofilm plus faible.
Comme décrit précédemment, les réacteurs standardisés qui ont été utilisés en recherche médicale tendent à imiter l’environnement construit des biofilms ; nous avons montré que les biofilms cultivés dans le réacteur CDC pouvaient être considérés comme un remplacement valable pour imiter toutes les conditions cliniques dans lesquelles les biofilms pourraient être trouvés. Bien qu’un large éventail de biofilms distincts puisse être trouvé, nous avons détecté des structures tridimensionnelles plus complexes et robustes que dans les microplaques.
Puisque la puissance intrinsèque des extraits contre les cultures planctoniques (valeurs de CMI) est essentiellement du même ordre de grandeur contre les deux souches, une grande variation dans l’activité de chaque extrait individuel contre les mêmes souches lorsqu’elles sont analysées pour leur structure de biofilm a été remarquée.
Les différences des valeurs moyennes entre les groupes de traitement sont plus grandes que ce à quoi on s’attendrait par hasard ; il y a une différence statistiquement significative (p < 0,001).
Considérant que les propriétés physiques du support, notamment l’hydrophobicité, la rugosité de surface et les charges électrostatiques, sont importantes pour l’étape d’attachement initial des bactéries et des levures, nos résultats indiquent que l’extraction de certains des composés soufrés naturels par une méthode rapide de contrôle de la température pour éviter la volatilisation lors de l’extraction avec la méthode de Naviglio, a présenté des activités d’éradication prometteuses sur les biofilms mono- et polymicrobiens, y compris lorsqu’ils sont cultivés dans le réacteur CDC, et ils méritent davantage de considération comme antimicrobiens potentiels.
Nos résultats ont montré que le Téflon a des énergies de surface plus faibles comparé à celles des deux autres matériaux et contient moins d’irrégularités servant de sites d’implantation, ce qui pourrait expliquer le niveau de colonisation beaucoup plus faible à la surface de ce matériau. D’autre part, nous pourrions avoir une éradication plus facile avec nos composés. Dans notre étude, nous confirmons l’efficacité de nos extraits même pour les biofilms mono- et polymicrobiens cultivés dans le réacteur CDC.
En milieu hospitalier, les bactéries multirésistantes et productrices de biofilm sont corrélées aux difficultés associées au traitement des infections humaines et à leur éradication, constituant un véritable problème de santé publique.
K. pneumoniae et C. albicans sont associées aux infections associées aux soins de santé (IAS).
Les biofilms ont été impliqués dans le développement de nombreuses infections, y compris celles liées aux dispositifs médicaux.
Par conséquent, de nos jours, étudier différents matériaux in vitro en reproduisant les conditions dynamiques et en évaluant comment les biofilms se forment sur eux, semble être actuel et plus important. En outre, se concentrer sur la capacité d’éradication du biofilm de certaines substances naturelles pourrait être un avantage pour contrer les phénomènes de résistance aux médicaments et obtenir de bons résultats même en milieu hospitalier et sur les dispositifs médicaux pour contrer les IAS.