Comparaison de la cytotoxicité et des activités antioxydante, antibactérienne et anti-inflammatoire des extraits aqueux et éthanoliques de feuilles de Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus

Référence : Molecules 2025. — PMID 40430258 · DOI 10.3390/molecules30102085 Type : étude in vitro · Plante : Abricotier · Propriété → Anti-inflammatoire Accès : ⭐ libre (open access) → texte intégral traduit Fidélité : traduction intégrale et fidèle du texte des auteurs. Appels [n] omis ; figures/tableaux « [ ] ».

Résumé

Cette étude présente une évaluation complète des propriétés biologiques des extraits foliaires aqueux et aqueux–éthanoliques de Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus, qui sont des matières résiduelles végétales. Les profils phytochimiques ont été analysés par HPLC, et le potentiel antioxydant a été évalué via les tests DPPH, ABTS, FRAP et l’activité de la superoxyde dismutase (SOD). Les extraits ont montré des effets de piégeage des radicaux dépendants de la concentration, de la plante et du type d’extrait dépassant 80 %, une réduction significative des ions Fe³⁺, et une amélioration jusqu’à 40 % de l’activité SOD. Les études in vitro sur les cellules HDF et HaCaT ont révélé des taux réduits de ROS intracellulaires, indiquant un potentiel antioxydant. Les tests de cytotoxicité (Alamar Blue, Neutral Red) ont démontré une augmentation de la viabilité des cellules cutanées jusqu’à 35 % à ≤ 50 ou 125 µg/mL, tandis que des doses plus élevées réduisaient la viabilité jusqu’à 70 %, selon l’extrait. L’activité antibactérienne variait selon les espèces végétales et était efficace contre sept souches bactériennes. Les tests ELISA ont montré des effets anti-inflammatoires, avec des taux d’IL-1β et d’IL-6 réduits de 48 % et 40 %, respectivement, et l’IL-10 augmentée jusqu’à 27 %. Ces résultats suggèrent que les extraits foliaires testés soutiennent à la fois les mécanismes de défense antioxydants enzymatiques et non enzymatiques et peuvent être précieux comme ingrédients fonctionnels dans les applications dermatologiques ou cosmétiques.

1. Introduction

Dans le contexte d’une prise de conscience environnementale croissante et de la poursuite par la société d’un développement durable, une attention grandissante est portée à l’utilisation potentielle de matières résiduelles d’origine végétale comme ingrédients précieux dans les formulations cosmétiques et dermatologiques. L’utilisation de telles matières premières contribue non seulement à la réduction des déchets et à la protection de l’environnement, mais peut aussi fournir des ingrédients actifs innovants et efficaces qui répondent aux attentes croissantes des consommateurs pour des produits cosmétiques naturels et écologiques. La cosmétologie moderne évolue rapidement vers la recherche d’ingrédients actifs naturels et innovants pouvant servir d’alternatives aux substances synthétiques utilisées dans les formulations cosmétiques. L’industrie fruitière génère chaque année d’énormes quantités de feuilles qui, malgré l’intérêt croissant pour les technologies de valorisation de la biomasse et la recherche de domaines d’utilisation possibles des déchets agricoles, restent une matière première dont le potentiel est insuffisamment exploité. Une des directions de recherche prometteuses est l’utilisation de déchets d’origine végétale, y compris les feuilles d’arbres fruitiers, qui n’ont pas encore trouvé d’application répandue dans l’industrie cosmétique. Dans le contexte d’une prise de conscience environnementale croissante et de la popularité grandissante du mouvement « zéro déchet », la réutilisation de ces matières premières s’aligne sur les principes du développement durable et de la minimisation des déchets.

Dans cette étude, les feuilles de Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus ont été sélectionnées en raison de leur large disponibilité en Europe centrale et orientale, y compris en Pologne, où ces espèces sont largement cultivées. En conséquence, de grandes quantités de biomasse foliaire sont générées annuellement et généralement jetées, malgré leur potentiel comme source riche de composés bioactifs. Des recherches antérieures ont montré que ces feuilles contiennent des taux significatifs de polyphénols, de flavonoïdes et d’acides phénoliques aux propriétés antioxydantes, anti-inflammatoires et antimicrobiennes prometteuses. Cependant, leurs applications potentielles dans des formulations thérapeutiques cutanées restent sous-explorées.

Les composés biologiquement actifs des feuilles de pommier comprennent l’acide chlorogénique, l’acide férulique, l’acide néochlorogénique, l’acide p-coumarique, l’acide cryptochlorogénique, l’acide cinnamique, l’acide hydroxycinnamique, la phloridzine, les flavanols, les dihydrochalcones, la quercétine, les procyanidines, les anthocyanes et les glycosides de quercétine. De plus, des études montrent que les feuilles de pommier contiennent significativement plus de composés biologiquement actifs différents que le fruit, ce qui peut contribuer à leur activité biologique extrêmement large, également dans le contexte de l’effet sur la peau. Les composés présents dans les feuilles d’abricotier sont principalement l’acide chlorogénique, la rutine, l’acide caféoylquinique, l’acide coumaroyl-quinique, le caféoyl-glucoside, l’acide féruloylquinique, le féruloyl-glucoside, la quercétine-3-O-rutinoside, la quercétine-3-O-galactoside et le kaempférol-3-O-rutinoside. Les composés phytochimiques contenus dans les feuilles de cerisier sont principalement l’acide chlorogénique, la rutine, l’épigallocatéchine, l’hypéroside, l’isoquercitrine, l’avicularine, la quercitrine, la procyanidine B1, la procyanidine B2, la procyanidine C, le glucoside de quercétine, le glucoside de kaempférol et la dihydrochalcone phloridzine. Le large spectre d’action des composés contenus dans les extraits des feuilles des trois plantes susmentionnées en fait une matière première extrêmement prometteuse qui peut être utilisée pour éliminer une variété de lésions et de maladies cutanées.

L’objectif de ce travail est de comparer le profil phytochimique et l’activité biologique des extraits aqueux et éthanoliques des feuilles des trois arbres fruitiers suivants : Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus. Ce travail évalue leurs propriétés antioxydantes, antibactériennes et anti-inflammatoires. Afin d’évaluer l’utilisation possible des matières premières testées dans l’industrie cosmétique, leur cytotoxicité envers les cellules cutanées in vitro et la possibilité de réduire le stress oxydatif après exposition de ces cellules à un facteur pro-oxydant sont également déterminées.

2. Résultats et discussion

2.1. Analyse HPLC

Les chromatogrammes BPC (chromatogramme du pic de base) représentatifs obtenus à partir de la séparation des extraits de P. armeniaca, P. cerasus et M. domestica sont présentés dans la Figure S1. Les données MS correspondantes et les résultats de l’analyse qualitative sont résumés dans les Tableaux S1–S3. Les composés ont été identifiés provisoirement sur la base des données spectrales et MS, ainsi que par comparaison avec les données de la littérature disponibles.

À partir de chaque pic enregistré sur le chromatogramme, des spectres UV-Vis ont été collectés dans la plage de 200–600 nm, et des spectres MS ont été acquis dans la plage de 100–1200 m/z. Les composés de la classe des flavonoïdes ont présenté deux maxima d’absorption caractéristiques à 252–256 nm et 350–355 nm. Les dérivés de l’acide chlorogénique et férulique ont montré une forte absorption à 320–326 nm, tandis que les dérivés de l’acide p-coumarique ont présenté une absorption à 303–306 nm. Les formules chimiques ont été établies sur la base des données MS à l’aide du logiciel MassHunter ver 10.1. Les différences entre les masses théoriques et détectées ne dépassaient pas 5 ppm. Les ions fragments ont été considérés pour confirmer l’identité des composés.

Dans les cas où des étalons de référence étaient disponibles, ils ont été utilisés en complément pour confirmer l’identité des composés, améliorant la fiabilité de l’identification. En général, les extraits eau–éthanol de toutes les feuilles étudiées étaient plus abondants en composants phénoliques que les extraits aqueux, à l’exception de l’acide protocatéchique, dont la teneur était presque deux fois plus élevée dans l’extrait aqueux. Les constituants prédominants des extraits d’abricot étaient les acides chlorogéniques, avec une concentration totale de 1302 µg/mL dans le PAEE et 812 µg/mL dans l’extrait eau–éthanol (PAEE), suivis de la quercétine 3-O-rutinoside, avec des concentrations de 632 µg/mL et 136 µg/mL respectivement dans le PAEE et l’extrait aqueux (PAWE). D’autres dérivés de la quercétine et du kaempférol ont également été observés dans les extraits, en particulier le glucoside de quercétine et le rutinoside de kaempférol. Leurs concentrations dans les extraits PAEE étaient presque cinq fois plus élevées que dans l’extrait aqueux. De plus, différents isomères de l’acide p-coumaryl quinique ont été trouvés en quantités significatives ; cependant, leur concentration totale dans les deux extraits ne différait pas significativement (106 µg/mL dans le PAEE contre 98 µg/mL dans le PAWE).

Les extraits de feuilles de cerisier étaient également une source riche d’acides chlorogéniques, avec une concentration totale de 154 µg/mL dans l’extrait eau–éthanol (PCEE) contre 30 µg/mL dans l’extrait aqueux (PCWE). Ils contenaient également de fortes concentrations de dérivés de l’acide p-coumarique, y compris des glucosides et des isomères des acides p-coumarylquiniques (total : 167 µg/mL dans le PCEE et 98 µg/mL dans le PCWE). En outre, l’extrait eau–éthanol contenait des concentrations significatives d’acides dicaféoylquiniques (total : 93 µg/mL). Les flavonoïdes étaient principalement représentés par le kaempférol 3-O-rutinoside, suivi de la quercétine 3-O-rutinoside. La concentration des deux flavonoïdes était cinq fois plus élevée dans le PCEE.

À leur tour, la phlorétine et ses dérivés, y compris le glucoside (phloridzine), le coumaroyl-5-O-glucoside (appartenant à la classe des dihydrochalcones) et l’(épi)catéchine hexoside, étaient les constituants prédominants de l’extrait eau–éthanol de pomme (MDEE). Leurs concentrations étaient respectivement de 87, 2584, 87 et 1286 µg/mL. Fait intéressant, dans l’extrait aqueux (MDWE), ils n’ont été trouvés qu’à de faibles concentrations. L’ériodictyol et ses hexosides étaient les composés flavonoïdes les plus abondants. Ils étaient présents dans les deux extraits ; cependant, de manière similaire aux autres extraits foliaires, l’eau–éthanol était plus efficace pour isoler ces composants. Les concentrations d’aglycone et d’hexosides totaux dans le MDEE étaient respectivement de 121 et 131 µg/mL.

2.2. Évaluation de l’activité antioxydante

2.2.1. Piégeage des radicaux ABTS, DPPH et FRAP

Les extraits végétaux à activité antioxydante jouent un rôle clé dans la protection de la peau contre le stress oxydatif, qui contribue au processus de vieillissement et au développement de nombreuses dermatoses. Les radicaux libres générés à la suite d’une exposition au rayonnement UV, aux polluants environnementaux et à des facteurs endogènes entraînent la dégradation des structures lipidiques, protéiques et de l’ADN des cellules cutanées, ce qui se traduit par une perte d’élasticité, un vieillissement accéléré et une sensibilité accrue à l’inflammation et aux maladies cutanées. L’évaluation de l’activité antioxydante est un élément important de la recherche sur les matières premières naturelles à usage potentiel en dermatologie et en cosmétologie. Par conséquent, dans ce travail, la capacité à piéger les radicaux libres (DPPH et ABTS) par les extraits aqueux et éthanoliques analysés des feuilles de Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus a été évaluée. Les résultats obtenus ont indiqué un potentiel antioxydant plus fort des extraits éthanoliques par rapport aux extraits aqueux [ ] [ ]. Les valeurs IC50 les plus basses dans les tests ABTS et DPPH ont été observées respectivement pour les extraits de feuilles de pomme, d’abricot et de cerise. Pour les extraits aqueux, les valeurs IC50 variaient de 37,5 µg/mL (pour le MDWE) à 78,0 µg/mL (pour le PCWE) dans le cas de l’ABTS, et dans le cas du test utilisant le radical DPPH, ces valeurs variaient de 38,5 µg/mL (pour le MDWE) à 205,0 µg/mL (pour le PCWE). Dans le cas des extraits éthanoliques, l’IC50 la plus basse dans le test ABTS a été obtenue pour le MDEE (14,5 µg/mL), tandis que la plus élevée était pour le PCEE (33,5 µg/mL). Dans le cas du test DPPH, l’effet antioxydant le plus fort a été démontré par le MDEE, pour lequel l’IC50 était de 32,5 µg/mL, tandis que le plus faible a été démontré par le PCEE, atteignant une valeur IC50 de 72,5 µg/mL (Tableau S4). Les analyses évaluant les propriétés antioxydantes des extraits testés en évaluant leur capacité à réduire les ions Fe³⁺ ont indiqué un effet antioxydant dépendant de la dose, du type d’extrait et de la plante testée. La concentration la plus élevée du complexe Fe²⁺–tripyridyltriazine a été observée pour les extraits MDWE et MDEE, et la plus basse pour le PCWE, ce qui indique les propriétés antioxydantes les plus fortes des extraits de feuilles de pomme (Figure 3). La capacité à réduire les ions fer par transfert d’électrons et à neutraliser les radicaux DPPH et ABTS observée pour tous les extraits examinés indique que les plantes testées peuvent significativement protéger les cellules et les molécules biologiques contre les effets négatifs du stress oxydatif.

2.2.2. Évaluation de l’effet sur l’activité de la superoxyde dismutase (SOD)

Les composés bioactifs végétaux tels que les polyphénols, les flavonoïdes et les acides phénoliques peuvent directement piéger les espèces réactives de l’oxygène, mais ils peuvent aussi exercer des effets antioxydants indirects en modulant les systèmes de défense endogènes. Un des composants clés de la machinerie antioxydante cellulaire est la superoxyde dismutase, une enzyme qui catalyse la dismutation des anions superoxydes en oxygène et peroxyde d’hydrogène. De nombreuses études ont montré que les extraits végétaux peuvent affecter l’activité de la SOD, soit en régulant à la hausse son expression, soit en stabilisant sa fonction enzymatique dans des conditions de stress oxydatif. Puisque comprendre cette relation est essentiel pour élucider les mécanismes par lesquels les antioxydants d’origine végétale contribuent à l’homéostasie redox et à la protection cellulaire, dans ce travail, des analyses ont été réalisées pour déterminer l’effet des échantillons testés sur l’activité de la SOD.

Les analyses conduites ont indiqué que tous les extraits testés étaient capables d’augmenter l’activité de la SOD, mais une augmentation statistiquement significative pour la plupart des extraits n’a été observée qu’aux deux concentrations testées les plus élevées (250 et 500 µg/mL). Une augmentation significative de l’activité de cette enzyme à la concentration de 125 µg/mL n’a été observée que pour les extraits éthanoliques de feuilles de pomme et de cerise. Les résultats obtenus suggèrent donc que l’effet des extraits des plantes étudiées sur l’activité de cette enzyme dépend du matériel végétal, du solvant d’extraction utilisé et de la concentration de l’extrait (Figure 4).

Jusqu’à présent, il n’y a pas de rapports dans la littérature indiquant la possibilité d’inhibition ou de stimulation de l’activité de la SOD par les extraits foliaires des trois espèces végétales étudiées dans ce travail. Considérant que cette enzyme est impliquée dans le maintien d’un équilibre dynamique entre la production et l’élimination de diverses molécules biologiquement actives à potentiel oxydatif, la capacité à influencer son activité peut être utile pour prévenir les effets toxiques des radicaux libres. La modulation de l’activité de cette enzyme peut être liée à l’action des composés phytochimiques identifiés dans les plantes étudiées, tels que, entre autres, l’acide quinique et ses dérivés, l’acide caféique, la quercétine et ses dérivés, ainsi que l’acide férulique, qui sont tous des composés à capacité prouvée d’affecter l’activité de la SOD. La capacité à neutraliser les radicaux DPPH et ABTS, à réduire les ions fer et à modifier l’activité de la SOD, démontrée dans cette étude, indique que le mécanisme d’action antioxydante des extraits testés est basé à la fois sur des systèmes de défense antioxydants non enzymatiques et enzymatiques. Grâce à l’action synergique et interactive de ces deux mécanismes, la capacité à neutraliser les radicaux libres par les plantes testées peut être plus efficace.

2.2.3. Taux de ROS intracellulaires dans les cellules cutanées

Le stress oxydatif, résultant de la production excessive d’espèces réactives de l’oxygène (ROS), est un facteur important conduisant aux dommages des cellules cutanées. L’excès de radicaux libres peut causer la peroxydation lipidique des membranes cellulaires, des dommages aux protéines structurales (par ex. collagène et élastine) et la dégradation des acides nucléiques, ce qui conduit à des troubles du fonctionnement des kératinocytes, des fibroblastes et des mélanocytes. L’utilisation de matières végétales riches en antioxydants naturels, tels que les polyphénols, les flavonoïdes et les vitamines C et E, améliore l’intégrité de la peau, augmente sa résistance aux facteurs environnementaux et ralentit les processus dégénératifs. Par conséquent, la protection efficace des cellules cutanées contre le stress oxydatif contribue à maintenir leur fonctionnalité, réduit le risque de dommages à l’ADN et soutient les mécanismes de réparation, ce qui est crucial dans la prévention du vieillissement cutané et des maladies dermatologiques.

Par conséquent, l’étape suivante de l’étude a consisté à évaluer l’effet des extraits analysés sur le niveau d’espèces réactives de l’oxygène dans les cellules cutanées (fibroblastes et kératinocytes) exposées à un facteur causant un stress oxydatif dans les cellules (peroxyde d’hydrogène). Les résultats obtenus ont indiqué la capacité à réduire le niveau de ROS intracellulaires, qui dépendait de la concentration d’extrait utilisée, du type d’extrait, de l’espèce végétale et du type de cellules (Figure 5 et Figure 6). Les analyses ont montré que les extraits éthanoliques étaient plus efficaces pour abaisser les taux de ROS intracellulaires par rapport aux extraits aqueux, avec une réduction dépendante de la concentration observée à la fois dans les cellules HDF et HaCaT. La plus grande capacité à réduire le niveau de ROS dans les deux types de cellules a été observée pour le MDEE et le PAEE. Fait important, dans le cas de tous les extraits éthanoliques, il a été observé que les échantillons testés étaient capables d’éliminer l’effet pro-oxydant du peroxyde d’hydrogène et de réduire le niveau de ROS à une valeur inférieure au contrôle négatif (cellules non exposées au H₂O₂). Ces résultats démontrent le grand potentiel des extraits analysés dans la protection des cellules cutanées contre les effets négatifs du stress oxydatif.

Les composés phytochimiques qui peuvent être responsables de la capacité des extraits étudiés sont les flavonoïdes, tels que la quercétine, le kaempférol et la catéchine, qui présentent de fortes propriétés antioxydantes en raison de leur capacité à donner des atomes d’hydrogène ou des électrons aux radicaux libres, les stabilisant et terminant les réactions en chaîne des radicaux. De plus, les flavonoïdes peuvent chélater les ions de métaux de transition, empêchant la formation de radicaux catalysés par les métaux, par exemple à travers la réaction de Fenton. Un autre groupe important de composés sont les acides phénoliques, y compris les acides chlorogénique et caféique, qui contribuent à la défense antioxydante en neutralisant les radicaux libres via les mécanismes de transfert d’atome d’hydrogène (HAT) et de transfert d’électron unique (SET). Le potentiel antioxydant des acides phénoliques est influencé par le nombre et la position des groupes hydroxyle dans le cycle aromatique.

Les antioxydants d’origine végétale jouent un rôle clé dans la protection des cellules cutanées (kératinocytes, fibroblastes, mélanocytes) contre le stress oxydatif induit par divers agents pro-oxydants. Ces composés réduisent les taux de ROS intracellulaires, prévenant ainsi la peroxydation lipidique, les dommages à l’ADN et l’oxydation des protéines dans les cellules cutanées. L’effet antioxydant des extraits étudiés peut aussi être dû au fait que les flavonoïdes et les acides phénoliques activent les systèmes de défense antioxydants endogènes en régulant l’expression d’enzymes telles que la superoxyde dismutase (SOD), la catalase (CAT) et la glutathion peroxydase (GPx). De plus, ils modulent les voies de signalisation, y compris la voie Nrf2-ARE, qui renforce la transcription des gènes cytoprotecteurs impliqués dans les réponses cellulaires aux antioxydants.

2.3. Évaluation de la cytotoxicité

Ces dernières années, il y a eu un intérêt croissant pour les substances végétales naturelles comme facteurs potentiels soutenant la régénération de la peau et améliorant son fonctionnement. Les extraits foliaires de plantes telles que le pommier, l’abricotier ou le cerisier montrent un large spectre d’activité biologique, grâce auquel ils peuvent affecter les cellules cutanées. L’objectif de cette étude était d’évaluer l’effet des extraits de feuilles de pomme, d’abricot et de cerise sur la prolifération des cellules cutanées in vitro. Les analyses ont été réalisées à la fois pour les extraits aqueux et eau–éthanol, qui ont été testés à des concentrations de 25, 50, 125 et 250 µg/mL. Les études ont évalué l’effet des extraits testés sur les cellules épidermiques et dermiques, et les analyses ont été réalisées sur des kératinocytes (HaCaT) et des fibroblastes (HDF). La cytotoxicité des extraits obtenus a été évaluée à l’aide des tests Alamar Blue (AB) et Neutral Red (NR). Ces tests sont des méthodes populaires pour évaluer la viabilité cellulaire après exposition à divers types d’échantillons, y compris les extraits végétaux. Le test AB utilise la résazurine, qui change de couleur en raison de l’activité métabolique des cellules, permettant d’évaluer leur viabilité. Le test NR, quant à lui, est basé sur la capacité des cellules à capturer et retenir un colorant rouge par les cellules vivantes, qui l’accumulent dans les lysosomes, et le changement d’intensité de couleur après extraction du colorant est proportionnel au nombre de cellules vivantes.

Dans le test AB conduit sur les fibroblastes humains (HDF), une augmentation de la viabilité de ces cellules a été observée après l’utilisation de concentrations plus faibles des extraits testés. L’extrait MDWE a donné des résultats plus élevés que le contrôle à toutes les concentrations testées. Dans le cas du PAWE et du PCWE, la viabilité est tombée en dessous des cellules contrôles seulement pour les concentrations les plus élevées utilisées (250 µg/mL). Cependant, l’utilisation de concentrations dans la plage de 25–125 µg/mL a entraîné une augmentation de la viabilité des fibroblastes. Dans le cas des autres extraits, tels que le MDEE, le PAEE et le PCEE, les deux concentrations les plus faibles ont stimulé la viabilité des cellules analysées, et la viabilité la plus élevée a été observée pour le MDWE. Sur la base des résultats obtenus, une conclusion générale peut être tirée : dans tous les cas testés, les concentrations plus faibles ont eu un effet plus bénéfique sur la viabilité des cellules testées. Une cytotoxicité accrue à des concentrations plus élevées a été observée principalement pour les extraits éthanoliques (MDEE, PAEE et PCEE), dans lesquels les concentrations supérieures à 50 µg/mL ont montré un effet cytotoxique statistiquement significatif (Figure 7).

Dans le cas du test AB réalisé sur les cellules HaCaT, une tendance similaire à celle des cellules HDF a été observée. Les extraits MDWE et PAWE ont stimulé la viabilité des cellules testées à toutes les concentrations appliquées. Des valeurs de viabilité légèrement plus faibles ont été observées pour le PCWE, mais dans le cas de cet extrait, les deux concentrations les plus élevées ont entraîné une viabilité légèrement plus faible par rapport aux cellules contrôles. Dans le cas du MDEE, PAEE et PCEE, la capacité à augmenter la viabilité cellulaire a été observée pour la concentration testée la plus faible, tandis qu’avec l’augmentation de la concentration d’extrait dans le milieu de culture, la viabilité des kératinocytes a diminué. Pour ces extraits, dans le cas d’une concentration de 250 µg/mL, une diminution de la viabilité jusqu’à environ 40 % a été observée (Figure 8).

Les résultats des tests NR ont également indiqué un effet positif sur la viabilité des fibroblastes des extraits aqueux (MDWE, PAWE et PCWE) à toutes les concentrations testées. Les extraits de feuilles de pomme dans la plage de concentration de 25–125 µg/mL ont augmenté statistiquement significativement la viabilité de ces cellules. Dans le cas du MDEE, PAEE et PCEE, les deux concentrations les plus faibles (25 et 50 µg/mL) ont stimulé la viabilité, tandis qu’une augmentation de la concentration au-dessus de 50 µg/mL a causé une diminution de l’activité métabolique de ces cellules. La viabilité cellulaire après la concentration la plus élevée a diminué le plus drastiquement pour le PCEE et a atteint une valeur d’environ 60 % de la viabilité des cellules contrôles. Pour ces extraits, pour une concentration de 5,0 %, les valeurs observées étaient aussi basses qu’environ 60 % du niveau contrôle. De manière similaire au test AB, dans ce cas, un effet cytotoxique plus fort a également été observé dans le cas des extraits éthanoliques, en particulier dans le cas de la plus élevée des concentrations testées (Figure 9).

Le test NR réalisé sur les cellules HaCaT a également indiqué une augmentation significative de la viabilité de ces cellules après l’utilisation d’extraits aqueux de toutes les plantes testées. Cette augmentation était la plus élevée pour la concentration de 25 µg/mL, et dans le cas du MDWE et du PAWE, elle dépassait 130 %. Dans le cas des extraits éthanoliques, les deux concentrations testées les plus faibles ont légèrement augmenté la viabilité cellulaire, ou cette viabilité est restée au niveau des cellules contrôles. Cependant, après exposition à des concentrations supérieures à 1,0 %, cette viabilité a diminué, atteignant des valeurs inférieures à 30 % dans le cas du PAEE et du PCEE (Figure 10).

L’évaluation de la sécurité biologique, en particulier la cytotoxicité envers les cellules cutanées humaines kératinocytes et fibroblastes, est un élément clé de la recherche sur de nouvelles substances d’origine végétale destinées aux applications cosmétiques et dermatologiques. Les kératinocytes, en tant que cellules les plus nombreuses de l’épiderme, jouent un rôle important dans la création de la barrière protectrice de la peau et participent aussi à la réponse immunitaire et aux processus de cicatrisation. En revanche, les fibroblastes, situés dans le derme, sont responsables de la synthèse des composants de la matrice extracellulaire, tels que le collagène et l’élastine, ce qui aboutit à la structure, l’élasticité et la capacité régénératrice correctes de la peau. Comme démontré dans les études conduites, les extraits de feuilles de pomme, d’abricot et de cerise ont un effet bénéfique sur la prolifération et la vitalité des kératinocytes et des fibroblastes. Cet effet est particulièrement important dans le contexte des processus de cicatrisation et de la lutte contre le vieillissement cutané. Il semble que les effets positifs, en particulier des extraits foliaires aqueux, puissent être liés à la présence de composés bioactifs tels que les acides phénoliques (par ex. l’acide gallique) et les flavonoïdes. Ces substances peuvent activer les voies de signalisation responsables de la prolifération des cellules cutanées, et elles ont aussi la capacité de stimuler la synthèse du collagène et d’autres protéines structurales, ce qui contribue à l’amélioration de l’état et de la régénération de la peau. De plus, des études conduites par d’autres chercheurs ont montré que les extraits de cerise ou d’abricot ont un fort effet protecteur sur les kératinocytes en réduisant la cytotoxicité, en réduisant les dommages à l’ADN et en abaissant le niveau de ROS. Ce mécanisme inclut la régulation de l’expression protéique et l’activation des voies de signalisation, qui contribuent au potentiel de l’extrait à protéger contre le stress oxydatif. Il convient également de noter que la présence d’éthanol dans les extraits eau–éthanol, bien qu’elle permette l’acquisition efficace de nombreux composés bioactifs, peut aussi conduire à des effets indésirables, tels que la déshydratation cellulaire ou des effets cytotoxiques. De telles propriétés peuvent limiter la prolifération des cellules cutanées, surtout à des concentrations d’éthanol plus élevées. Malgré ces limitations, les résultats des études conduites indiquent clairement l’effet bénéfique des extraits foliaires de Malus domestica, Prunus armeniaca et Prunus cerasus sur la viabilité des kératinocytes et des fibroblastes. La capacité à soutenir la prolifération de ces cellules en fait des ingrédients prometteurs dans le contexte d’une utilisation dans des produits cosmétiques ou dermatologiques.

2.4. Évaluation de l’activité antibactérienne

L’étape suivante de l’étude a consisté à analyser l’activité antibactérienne des extraits testés de feuilles d’arbres fruitiers contre des souches bactériennes sélectionnées. La capacité des échantillons analysés à inhiber la croissance des micro-organismes est cruciale pour leur utilisation potentielle dans des produits destinés au contact direct avec la peau, car de nombreuses lésions cutanées sont étroitement liées à la multiplication incontrôlée de micro-organismes à la surface de la peau. L’étude a évalué l’effet des extraits aqueux et eau–éthanol sur le développement de bactéries telles que Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Bacillus subtilis, Staphylococcus capitis, Micrococcus luteus, Yersinia enterocolitica et Pseudomonas aeruginosa. Les résultats obtenus ont indiqué le potentiel antibactérien de tous les extraits testés. L’activité des échantillons analysés dépendait de la concentration utilisée, de l’espèce végétale et de la souche bactérienne testée.

Les résultats obtenus ont indiqué une activité légèrement plus forte des extraits eau–éthanol par rapport aux extraits aqueux. Dans le cas des analyses des extraits de feuilles de pomme, il a été montré que ces extraits peuvent inhiber la croissance de bactéries telles que S. aureus, S. epidermidis, B. subtilis, S. capitis et P. aeruginosa. Les zones d’inhibition après l’utilisation des extraits éthanoliques atteignaient jusqu’à 16 mm [ ]. Les extraits de feuilles d’abricot ont montré la plus large activité microbiologique parmi les trois plantes testées, car ils étaient capables d’inhiber la croissance de l’ensemble des sept souches bactériennes testées. Cet effet a été observé à la fois dans les extraits aqueux et eau–éthanol. L’activité antimicrobienne la plus forte de ces extraits a été observée contre des bactéries telles que S. aureus et S. epidermidis, pour lesquelles, dans le cas de la concentration la plus élevée d’extrait éthanolique utilisée (500 µg/mL), des zones d’inhibition de croissance de 15 et 18 mm ont été obtenues, respectivement. Les plus grandes différences d’activité antibactérienne entre les extraits aqueux et eau–éthanol ont été observées dans le cas des extraits de feuilles de cerise, dont le potentiel antibactérien était le plus faible des trois plantes testées. L’extrait eau–éthanol des feuilles de cette plante était incapable d’inhiber la multiplication de M. luteus et de Y. enterocolitica, tandis que l’extrait aqueux n’inhibait pas non plus la multiplication de S. epidermidis et de B. subtilis. Les composés biologiquement actifs présents dans les extraits de feuilles de cerise ont principalement inhibé la multiplication de S. aureus, S. capitis et P. aeruginosa, atteignant des zones d’inhibition allant jusqu’à 13 mm.

Les valeurs de CMI (concentration minimale inhibitrice) déterminées pour les extraits foliaires testés variaient de 150 à 600 µg/mL (Tableau 2). Ces valeurs pour toutes les plantes étaient plus basses dans le cas des extraits obtenus à l’aide d’un mélange d’eau et d’éthanol (30:70 (v/v)). Dans le cas de la plupart des bactéries, les valeurs de CMI les plus basses ont été obtenues pour les extraits de feuilles de pomme, où les valeurs de CMI variaient de 150 à 350 µg/mL. Dans le cas de ces extraits, la CMI n’a pas été déterminée pour M. luteus et Y. enterocolitica, car aucune inhibition de la croissance de ces pathogènes n’a été observée dans la plage de concentrations d’extrait testée (25 à 2000 µg/mL). Dans le cas des extraits de feuilles d’abricot, les valeurs de CMI variaient de 250 à 600 µg/mL, atteignant la valeur la plus élevée dans le cas de la bactérie M. luteus. Les valeurs de CMI déterminées pour les extraits de feuilles de cerise variaient de 300 à 450 µg/mL. Cependant, dans le cas de cette plante, la CMI n’a pas pu être déterminée (dans la plage de concentrations testées) pour le plus grand nombre de bactéries testées, ce qui indique la plus étroite gamme d’activité antimicrobienne des fruits de cette plante.

L’utilisation d’extraits végétaux contenant divers types de composés phytochimiques, y compris des métabolites secondaires à potentiel antibactérien prouvé, devient de plus en plus populaire en raison des préoccupations croissantes concernant l’utilisation de substances synthétiques dans les préparations cosmétiques et pharmaceutiques. De plus, leur interaction synergique avec divers antibiotiques disponibles dans le commerce peut contribuer à renforcer le potentiel et le spectre d’action des antibiotiques. Les articles scientifiques disponibles sur l’activité antibactérienne de M. domestica incluent principalement une évaluation de l’activité des extraits du fruit de cette plante. Irshad et al. ont indiqué que divers types d’extraits de fruit de pomme peuvent inhiber la multiplication de bactéries telles que Staphylococcus aureus et Salmonella typhi. Ces auteurs ont également indiqué une activité plus forte des extraits au méthanol et à l’éthanol par rapport à l’extrait aqueux. Jelodarial et al. ont indiqué une activité antibactérienne contre Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Klebsiella pneumonia et Staphylococcus epidermidis, qui dépendait de la variété de pomme testée. Pires et al. ont indiqué que les extraits hydrométhanoliques de fruits de pomme séchés montraient la capacité à inhiber la croissance de Staphylococcus aureus et d’autres bactéries à Gram positif, telles que Listeria monocytogenes et Enterococcus faecalis. Ils ont aussi montré la capacité à inhiber la croissance de bactéries à Gram négatif, telles que Escherichia coli et Morganella morganii. Rehab et al. ont indiqué que les extraits aqueux peuvent aussi inhiber la croissance de pathogènes isolés d’animaux tels que Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pseudomonas aerogene, Bacillus cereus et le champignon Candida albicans. L’activité antibactérienne des feuilles de pomme n’a jusqu’à présent été étudiée que par Horvacki et al., qui ont comparé la possibilité d’inhiber la multiplication de pathogènes humains tels que Escherichia coli, Staphylococcus aureus et Bacillus subtilis par des extraits de mésocarpe, de peau et de feuilles de quatre variétés de pommes autochtones. Ces auteurs ont indiqué que l’activité antibactérienne la plus élevée contre les souches bactériennes testées était démontrée par les extraits de feuilles. Les extraits de peau montraient une activité légèrement inférieure, et les extraits de mésocarpe montraient seulement une légère capacité à inhiber la croissance d’Escherichia coli et de Bacillus subtilis. Cette activité variait selon la variété utilisée.

P. armeniaca est également une plante dont les propriétés antibactériennes ont été confirmées par d’autres auteurs, mais ces études se sont concentrées principalement sur les propriétés des extraits de fruits ou de graines. Jaya et Lamba ont indiqué la capacité des extraits aqueux et éthanoliques de fruits d’abricot à inhiber la croissance de bactéries telles qu’Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Proteus vulgaris et Bacillus subtilis. De plus, ces auteurs ont aussi confirmé la possibilité d’inhiber la multiplication de Candida albicans par les extraits éthanoliques. Les études conduites par Yigit et al. ont indiqué l’activité antimicrobienne des extraits méthanoliques et aqueux d’amandes amères et douces d’abricot contre des isolats cliniques d’Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Candida albicans et Candida parapisilosis. Rashid et al. ont aussi indiqué l’activité antimicrobienne des extraits butanoliques de fruits d’abricot. Ils ont indiqué que ces extraits peuvent inhiber la croissance de bactéries à Gram positif telles que Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Streptococcus faecalis, Streptococcus pyogenes, Micrococcus luteus, Bacillus subtilis, Corynebacterium diphtheriae, Mycobacterium fortuitum et Mycobacterium smegmatis. Ces auteurs ont aussi démontré la capacité à inhiber la croissance de bactéries à Gram négatif telles qu’Escherichia coli, Salmonella typhi, Salmonella paratyphi, Shigella dysenteriae, Enterobacter aerogenes, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Proteus mirabilis et Proteus vulgaris. Les propriétés antibactériennes des extraits foliaires de différents cultivars de P. armeniaca n’ont été étudiées que par Sohail et al. Ces auteurs ont comparé l’activité antimicrobienne des extraits méthanoliques, aqueux, à l’acétate d’éthyle et au chloroforme et ont indiqué une activité beaucoup plus forte des deux premiers types d’extraits, qui étaient capables d’inhiber la multiplication de Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumonia, Proteus vulgaris et Escherichia coli.

Il existe peu de rapports sur les propriétés antibactériennes potentielles des cerises. Dans les études sur les extraits de fruits de cerise conduites par Coccia et al., l’activité antimicrobienne des extraits méthanoliques a été évaluée. Ces auteurs ont indiqué la possibilité d’inhiber la croissance de bactéries à Gram négatif telles qu’Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Proteus mirabilis et Enterobacter cloacae et de bactéries à Gram positif telles que Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus epidermidis et Staphylococcus hominis. Cependant, les auteurs de l’étude ont indiqué que les extraits testés à des concentrations plus faibles que la valeur de CMI peuvent stimuler la croissance du biofilm bactérien. L’activité antibactérienne des feuilles de P. cerasus a été démontrée par Berroukche et al., qui ont indiqué leur capacité à inhiber deux souches bactériennes pathogènes telles qu’Escherichia coli et Staphylococcus aureus. Les propriétés antibactériennes de différents types d’extraits de feuilles et de tiges de P. cerasus ont aussi été analysées par Piccirillo et al. Ces auteurs ont indiqué l’activité antimicrobienne de ces extraits contre huit souches de bactéries isolées d’échantillons cliniques, environnementaux et alimentaires. Ils ont indiqué la possibilité d’inhiber la croissance de bactéries à Gram positif telles que Bacillus subtilis et Staphylococcus aureus, ainsi que de bactéries à Gram négatif telles que Pseudomonas sp., Pseudomonas aeruginosa, Flavobacterium sp., Escherichia coli et Salmonella.

Les études évaluant l’activité antibactérienne des extraits végétaux étudiés dans ce travail ont élargi les informations disponibles jusqu’à présent sur l’activité antimicrobienne des plantes étudiées. Jusqu’à présent, la plupart des auteurs se sont concentrés sur la démonstration du potentiel antibactérien principalement des fruits des plantes étudiées, et les résultats présentés dans ce travail élargissent les informations sur la possibilité d’inhiber la multiplication de diverses souches bactériennes pathogènes par des extraits obtenus à partir des feuilles des trois plantes étudiées. Ce travail a montré la capacité à inhiber la croissance de souches bactériennes qui n’avaient pas été utilisées auparavant dans des études sur le potentiel antibactérien des feuilles de pomme, d’abricot et de cerise.

Les différences observées dans l’activité antibactérienne des extraits foliaires analysés peuvent être directement liées aux différentes teneurs en composés phytochimiques. Les résultats de l’identification chromatographique des composés biologiquement actifs indiquent l’existence d’une relation entre leur concentration et leur efficacité à limiter la croissance des souches bactériennes testées. Les composés qui affectent significativement l’activité antimicrobienne des échantillons testés sont certainement les acides phénoliques, qui sont des composés aux propriétés antibactériennes prouvées. Les données de la littérature indiquent que ces acides ont une activité contre les bactéries à Gram positif et à Gram négatif. Le mécanisme de leur action peut être basé sur l’abaissement du pH extracellulaire, le changement du potentiel de la membrane cellulaire et l’augmentation de sa perméabilité, ce qui entraîne une perturbation de la pompe sodium–potassium. L’activité antibactérienne des acides phénoliques dépend strictement du nombre et de la position des substituants dans le cycle benzénique de ces composés. Cela a un impact sur leur capacité à se dissocier. Ces acides peuvent se dissocier au niveau de la membrane cellulaire dans le cas des pathogènes à Gram positif, tandis que dans le cas des bactéries à Gram négatif, ils agissent principalement au niveau cytoplasmique. Leur forme non dissociée, lipophile, leur permet de traverser la membrane cellulaire, ce qui provoque une diminution de la valeur du pH dans le cytoplasme, une perturbation de la structure de la membrane cellulaire et une dénaturation des protéines. L’acide quinique peut jouer un rôle important. L’activité antibactérienne de cet acide peut être liée à son influence sur la voie de la phosphorylation oxydative et aux changements dans le niveau des glycérophospholipides et des acides gras, ce qui peut significativement perturber la fluidité des membranes cellulaires bactériennes. De plus, ce composé peut affecter les fonctions ribosomiques et la synthèse des aminoacyl-ARNt, ce qui conduit à des troubles de la synthèse protéique. En outre, ce composé peut inhiber la synthèse de la L-lysine et du peptidoglycane, limitant ainsi la synthèse des parois cellulaires bactériennes et la division cellulaire. Les composés phytochimiques qui peuvent affecter l’activité des extraits testés peuvent aussi être la quercétine et ses dérivés. Ces composés peuvent inhiber la croissance des cellules bactériennes en changeant la perméabilité de la membrane cellulaire et en détruisant les parois cellulaires. Ces composés peuvent aussi inhiber la synthèse des acides nucléiques et affecter l’expression et l’activité de diverses protéines, y compris des enzymes. L’effet antibactérien peut aussi être lié à la présence de dérivés de la catéchine dans les extraits, qui peuvent agir comme des composés détruisant les parois bactériennes, les membranes cellulaires et l’ADN. De plus, leur effet antibactérien peut aussi être lié à la suppression des facteurs de virulence et à la capacité d’agir en synergie avec les antibiotiques. La possibilité d’inhiber la multiplication des souches testées pourrait aussi être l’effet de l’acide caféique et de ses dérivés. Ces composés peuvent augmenter la perméabilité des membranes cellulaires et stimuler la fuite de potassium, ce qui peut entraîner des dommages aux cellules bactériennes. De plus, des études indiquent que la combinaison de l’acide caféique avec des antibiotiques entraîne une activité antibactérienne synergique.

En résumé, l’activité antibactérienne des extraits étudiés est certainement le résultat de l’action et des interactions de divers composés phytochimiques présents dans les échantillons obtenus. Considérant les mécanismes d’action de ces composés, l’inhibition de la multiplication des souches étudiées impliquait probablement principalement la perturbation du potentiel de membrane des cellules bactériennes, la perméabilisation de leur membrane interne, la fuite du contenu cellulaire et l’impact sur la synthèse de l’ADN et des protéines.

2.5. Évaluation de l’activité anti-inflammatoire

À l’étape suivante, le potentiel anti-inflammatoire des extraits foliaires de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus a été analysé. À cette fin, les taux d’interleukines pro-inflammatoires (IL-1β et IL-6) et d’interleukine anti-inflammatoire (IL-10) ont été évalués dans des fibroblastes cutanés humains (HDF) après stimulation par le lipopolysaccharide bactérien (LPS). L’activité des cytokines a été comparée au contrôle, qui incluait des cellules non exposées aux extraits ni au LPS. L’étude a aussi évalué les niveaux d’activité du diclofénac (un composé anti-inflammatoire courant) à une concentration de 10 µg/mL. Selon les résultats montrés dans les Figures 11, 12 et 13, les taux des enzymes testées ont augmenté plusieurs fois après induction par le LPS dans l’échantillon contrôle, ainsi que dans certains échantillons d’extraits végétaux. Comme montré dans la Figure 11, le taux d’IL-6 a été le plus fortement réduit après l’application de l’extrait de M. domestica, atteignant des variations d’un facteur de 0,66 ± 0,008 et 0,60 ± 0,07 (par rapport au contrôle sans LPS et aux échantillons testés) à une concentration de 125 µg/mL pour les extraits éthanolique et aqueux (MDWE et MDEE), respectivement. En outre, le PAWE à la même concentration a significativement réduit les taux de la cytokine testée, atteignant une variation d’un facteur de 0,68 ± 0,008. En comparaison, l’activité anti-inflammatoire du diclofénac dans cette étude a montré une variation d’un facteur de 0,33 ± 0,01.

Cette étude a aussi déterminé le niveau d’activité anti-inflammatoire de l’interleukine 10, qui est un médiateur clé dans l’inhibition de la réponse inflammatoire. Les résultats montrés dans la Figure 12 indiquent que le MDEE à une concentration de 125 µg/mL a atteint l’effet le plus favorable sur l’activité de la cytokine, atteignant un facteur de 1,27 ± 0,015 par rapport au contrôle, respectivement. Les valeurs significatives dans les taux de la cytokine testée ont aussi été observées dans le MDWE à une concentration de 125 µg/mL et le PAEE aux deux concentrations testées.

Un effet statistiquement significatif de tous les extraits végétaux testés sur les taux d’interleukine 1β a aussi été observé (Figure 13). De plus, les extraits aqueux et éthanolique de M. domestica ont montré la plus forte capacité à réduire l’IL-1β, atteignant des variations d’un facteur de 0,53 ± 0,018 et 0,57 ± 0,02, respectivement, à une concentration de 125 µg/mL, ce qui signifie presque un doublement du changement dans l’inhibition de l’activité de l’interleukine testée par rapport à l’échantillon positif (cellules traitées au LPS).

Malgré le nombre limité de publications sur l’effet direct des extraits analysés sur l’activité des cytokines anti-inflammatoires dans les fibroblastes, il existe un certain nombre de travaux indiquant leurs propriétés anti-inflammatoires dans d’autres lignées cellulaires. Une étude a évalué le profil des composés phénoliques présents dans les extraits de feuilles d’abricot et leur activité biologique, y compris la capacité à moduler la réponse inflammatoire. Il a été montré que ces extraits sont une source d’acides hydroxycinnamiques et de flavonols, qui sont largement responsables de leur haute activité antioxydante et anti-inflammatoire. Cette étude a montré une inhibition significative des enzymes cyclooxygénases COX-1 et COX-2, qui sont des médiateurs clés dans les processus inflammatoires. Une autre étude a examiné les effets anti-inflammatoires et réparateurs de l’extrait de cellules souches de pomme (M. domestica) sur les dommages cutanés induits par les UVB chez le rat. Les résultats ont montré que l’application topique de l’extrait favorisait la régénération de l’épiderme et du derme, améliorant la fonction de barrière cutanée après les dommages UVB. L’extrait a aussi réduit l’épaisseur de l’épiderme et du derme dans la peau dorsale des animaux. De plus, une réduction des leucocytes polymorphonucléaires et des infiltrats inflammatoires a été observée après 7 jours de traitement. Les recherches sur l’utilisation de l’extrait de P. cerasus ont montré une réduction du stress oxydatif, des taux de cytokines inflammatoires telles que le TNF-α et l’IL-6, et des taux de protéine C-réactive, atténuant potentiellement des conditions telles que les troubles métaboliques et les maladies cardiovasculaires. De plus, la consommation de cerise a été associée à une réduction de l’inflammation associée à des maladies liées à l’âge telles que l’arthrite, les maladies cardiovasculaires et le cancer.

Les effets anti-inflammatoires des feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus peuvent être attribués à leur riche teneur en composés phénoliques, y compris l’acide chlorogénique, la quercétine et les dérivés du kaempférol. Ces composés ont été montrés comme inhibant les médiateurs pro-inflammatoires et les marqueurs du stress oxydatif, qui sont des contributeurs clés à l’inflammation. Bien que les études directes sur les effets anti-inflammatoires de l’abricot soient limitées, la présence d’acides phénoliques suggère des bénéfices potentiels. Des études ont montré que l’acide chlorogénique, le plus abondant dans les extraits éthanoliques de feuilles de P. armeniaca et P. cerasus, réduit la production de cytokines telles que le facteur de nécrose tumorale-α (TNF-α), l’interleukine-6 (IL-6) et l’interleukine-1β (IL-1β). Par exemple, dans les macrophages stimulés au lipopolysaccharide (LPS), l’acide chlorogénique a significativement réduit l’expression de ces cytokines, suggérant son potentiel à moduler les réponses inflammatoires. En revanche, le kaempférol-3-O-rutinoside, le composé le plus abondant dans le PCEE, montre de puissants effets anti-inflammatoires dans des modèles in vitro et in vivo. Des effets anti-inflammatoires ont été démontrés dans les macrophages RAW 264.7 stimulés au lipopolysaccharide (LPS) et dans des modèles murins. Il a été observé que l’inhibition de la production de médiateurs pro-inflammatoires tels que l’oxyde nitrique (NO), la prostaglandine E2 (PGE2) et l’interleukine-1β (IL-1β). De plus, il a augmenté la cytokine anti-inflammatoire IL-10 et bloqué la phosphorylation de NF-κB, démontrant ainsi son potentiel anti-inflammatoire. En outre, le PAEE contenait la plus grande quantité de quercétine-3-O-rutinoside. Bien que les études directes sur ses effets sur les fibroblastes soient limitées, il a été montré que les métabolites de la quercétine ont des effets anti-inflammatoires et antioxydants sur les kératinocytes humains (cellules HaCaT). Ils influencent aussi la réduction d’enzymes pro-inflammatoires telles que la cyclooxygénase-2 (COX-2) et le facteur de nécrose tumorale alpha (TNF-α) en réponse au rayonnement UVB ou à l’exposition au H₂O₂. Comme montré, les extraits éthanoliques de feuilles de M. domestica ont montré les propriétés les plus favorables affectant l’activité des IL-6, IL-10 et IL-1β testées. La floridine, une dihydrochalcone naturelle trouvée principalement dans les pommes, a été testée pour ses propriétés anti-inflammatoires dans différents types de cellules. L’étude a examiné les effets de la phloridzine et de son aglycone, la phlorétine, sur les myofibroblastes coliques traités à l’interleukine-1β (IL-1β). Les résultats ont montré que la phlorétine (10–50 μM) réduisait la synthèse de molécules pro-inflammatoires telles que la prostaglandine E2 (PGE2) et l’interleukine-8 (IL-8). Bien que la phloridzine ait été incluse dans l’étude, son effet était moins significatif par rapport à la phlorétine. La phlorétine, qui est la forme aglycone de la phloridzine, a été montrée comme ayant des effets anti-inflammatoires dans l’inflammation cutanée induite par P. acnes. Des études sur les cellules HaCaT ont montré qu’elle inhibe la libération de PGE2 et l’expression de COX-2, suggérant sa capacité à atténuer l’inflammation cutanée. De plus, des expériences chez des souris atteintes de dermatite induite par le 2,4-dinitrochlorobenzène ont montré que l’administration de phlorétine (50 et 100 mg/kg, pendant 21 jours) réduit l’épaississement épidermique, l’infiltration des mastocytes et les taux d’histamine et de cytokines pro-inflammatoires (IL-6, IL-4, IFN-γ, IL-17A). Le mécanisme d’action est lié à la suppression des voies MAPK et NF-κB dans les tissus dermiques.

3. Matériel et méthodes

3.1. Produits chimiques

Ont été utilisés : l’acide 2,2-azino-bis-3-éthylbenzothiazoline-6-sulfonique (solution d’ABTS 7 mM ; Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne), le 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyle (DPPH ; Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne), le diacétate de 2′,7′-dichlorodihydrofluorescéine (H₂DCFDA ; Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne), l’acide acétique (CH₃COOH ; ≥ 99 Warchem, Zakret, Pologne), les antibiotiques (100 U/mL de pénicilline et 1000 µg/mL de streptomycine ; Genos, Łódź, Pologne), l’eau distillée (H₂O ; Ultrapure Millipore Direct-Q® 3UV-R ; Merck, KGaA, Darmstadt, Allemagne), le DMEM (Dulbecco’s Modification of Eagle’s Medium ; VWR International, Radnor, PA, USA), l’éthanol (C₂H₅OH ; 96 % ; Warchem, Zakret, Pologne), le sérum de veau fœtal (FBS ; Biological Industries, Genos, Lodz, Pologne), l’acide formique (acétonitrile de qualité MS ; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA), le conjugué HRP (peroxydase de raifort ; Elabscience, Houston, TX, USA), le peroxyde d’hydrogène (H₂O₂ ; Warchem, Zakret, Pologne), la gélose LB (Argenta, Poznań, Pologne), le méthanol (CH₃OH ; Warchem, Zakret, Pologne), la gélose MRS (Argenta, Poznań, Pologne), la solution de Neutral Red (NR ; 0,33 % ; Sigma-Aldrich, Poznan, Pologne), le tampon phosphate salin (PBS ; pH 7,00 ± 0,05 ; Genos, Łódź, Pologne), le persulfate de potassium (2,4 mM ; Warchem, Zakret, Pologne), le sel de sodium de résazurine (RES ; Sigma-Aldrich, Poznan, Pologne), le réactif substrat (3,3′,5,5′-tétraméthylbenzidine ; Elabscience, TX, USA), la solution d’arrêt (solution d’acide sulfurique ; Elabscience, TX, USA), le tampon RIPA (4-nonylphénol ; éthoxylé) (EURx ; Gdansk, Pologne), la solution trypsine-EDTA (Sigma-Aldrich, Poznan, Pologne) et la gélose Trypton Soy (Argenta, Poznań, Pologne).

3.2. Matériel végétal et procédure d’extraction

Le matériel végétal a été obtenu chez Naturalny Sklep. La recherche a utilisé des feuilles de pomme de la variété Gala, des feuilles d’abricot de la variété Early Orange et des feuilles de cerise de la variété Nefris. Les feuilles de pomme ont été marquées par le fournisseur avec le numéro de référence (voucher) 20240915, les feuilles d’abricot avec le numéro 20240325 et les feuilles de cerise avec 20240702. Deux types d’extraits ont été préparés : un extrait aqueux et un extrait eau–éthanol, dans un rapport de 30:70. Les analyses ont utilisé une extraction avec l’utilisation d’un agitateur magnétique et d’une assistance par ultrasons selon Nizioł-Łukaszewska et al. Pour préparer 100 mL d’extrait aqueux, 5 g de feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus, et 100 mL d’eau distillée ont été utilisés. Pour préparer 100 mL d’extrait eau–éthanol, 5 g de feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus, 30 mL d’eau distillée et 70 mL d’éthanol ont été utilisés. L’extraction a été réalisée sur un agitateur magnétique (Chemland, Stargard, Pologne) pendant 24 h, et après cette période, les extraits ont été soumis aux ultrasons pendant 0,5 h. Ensuite, les extraits ont été filtrés à l’aide d’une pompe à vide (Aga Labor, Varsovie, Pologne) et stockés à 4 °C pour analyse ultérieure. Le rendement d’extraction était de 5,06 % pour le MDWE, 6,78 % pour le MDEE, 5,24 % pour le PAWE, 6,89 % pour le PAEE, 5,44 % pour le PCWE et 6,92 % pour le PCEE. Les extraits obtenus des feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus ont été évaporés à 25 °C dans un concentrateur (Eppendorf Concentrator Plus, Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) pour obtenir des solutions mères à une concentration de 5 mg/mL, puis ont été dilués pour les analyses individuelles dans un solvant approprié (eau ou milieu de culture).

3.3. Détermination des composés biologiquement actifs

Les étalons et les éluants ont été achetés chez Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA).

Les analytes ont été séparés à l’aide d’un système de chromatographie liquide ultra-haute performance (UHPLC) de la série Infinity II, équipé d’un détecteur DAD et d’un détecteur de masse Agilent 6224 ESI/TOF (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). Le système chromatographique a utilisé une colonne à phase inverse Kinetex C18 100Å (Phenomenex, Torrance, CA, USA) de dimensions 150 mm × 2,1 mm et une taille de particule de 1,7 µm. Les conditions chromatographiques ont été décrites précédemment.

L’analyse chromatographique a été réalisée dans la plage de longueurs d’onde de 200 à 600 nm. Les paramètres MS étaient les suivants : température du gaz de séchage de 325 °C, débit de 8 L/min, pression du nébuliseur de 30 psi, tension capillaire de 3500 V, tension du fragmenteur de 220 V et tension du skimmer de 65 V.

L’identification a été réalisée en comparant les résultats obtenus avec les étalons de référence disponibles. Dans les cas où les étalons n’étaient pas disponibles, l’identification a été basée sur les données de la littérature. La quantification a été réalisée à l’aide de courbes d’étalonnage générées à partir de solutions étalons des composés identifiés.

3.4. Détermination des propriétés antioxydantes

3.4.1. Test de piégeage de l’ABTS

Les propriétés antioxydantes des extraits testés des feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus ont été évaluées à l’aide du test au radical cationique ABTS. Brièvement, un mélange de ce radical à une concentration de 7 mM (Merck, Darmstadt, Allemagne) et d’une solution de persulfate de potassium 2,4 mM (Warchem, Zakręt, Pologne) a d’abord été préparé. Les deux solutions ont ensuite été mélangées dans un rapport 1:1. Après 24 h d’incubation de ce mélange à une température d’environ 22–24 °C, la solution a été diluée dans un tampon PBS pour obtenir une valeur d’absorbance de 1,0 ± 0,07 à λ = 734 nm. Ensuite, des concentrations individuelles des extraits obtenus (dans la plage de concentration de 25 à 500 µg/mL) ont été mélangées à 7 mM de solution d’ABTS, et l’absorbance des échantillons a été mesurée à λ = 734 à l’aide d’un spectrophotomètre UV/VIS (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Les contrôles positifs dans cette méthode étaient le Trolox (Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) et l’acide ascorbique (Warchem, Zakręt, Pologne). Le contrôle négatif était l’eau distillée. Les échantillons individuels des extraits testés sans ABTS étaient des blancs. Les résultats sont présentés comme le pourcentage de piégeage de l’ABTS par rapport au contrôle (Équation (1)). Trois expériences indépendantes ont été conduites pour évaluer le niveau de piégeage du radical ABTS, dans lesquelles chaque concentration des extraits testés a été mesurée trois fois. (1) % piégeage ABTS = [1 − (Abs échantillon / Abs contrôle)] × 100

3.4.2. Test de piégeage du radical DPPH (1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle)

L’activité antioxydante des extraits foliaires testés a aussi été évaluée à l’aide du radical DPPH (1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle). La capacité à piéger ce radical a été testée en plaçant des concentrations appropriées des échantillons testés (25–500 µg/mL) dans des puits individuels sur une plaque de 96 puits. Ensuite, 100 µL d’une solution méthanolique de DPPH (0,4 mM, Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) ont été ajoutés à chaque puits. Les plaques préparées ont été mélangées sur un agitateur orbital pendant 15 min. Les contrôles positifs étaient le Trolox et l’acide ascorbique, et le contrôle négatif était l’eau distillée. Les concentrations testées d’extraits sans DPPH étaient des blancs. Après agitation, la plaque a été placée dans un lecteur de plaques, et l’absorbance a été mesurée à λ = 517 nm à l’aide d’un spectrophotomètre UV/VIS (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Les résultats ont été présentés comme le pourcentage de piégeage du radical DPPH (Équation (2)). Trois expériences indépendantes ont été réalisées dans l’étude, dans lesquelles chaque concentration d’extraits a été analysée en triplicata. (2) % piégeage DPPH = [(Abs contrôle − Abs échantillon) / Abs contrôle] × 100

3.4.3. Détermination du pouvoir antioxydant réducteur ferrique (test FRAP)

La capacité antioxydante des extraits testés a aussi été déterminée à l’aide d’un test spectrophotométrique FRAP. Les analyses ont été réalisées d’après la méthodologie décrite par Benzie et Strain. D’abord, un mélange FRAP composé de tampon acétate 0,3 M, de tripyridyltriazine (TPTZ, Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) 0,01 M et de FeCl₃ × 6H₂O 0,02 M mélangés dans un rapport 10:1:1 a été préparé. Ensuite, 180 μL du mélange FRAP et 20 μL de dilutions individuelles (25–500 µg/mL) des extraits foliaires testés ont été ajoutés aux puits d’une plaque de 96 puits. L’échantillon blanc était un mélange de 180 μL du mélange FRAP et 20 μL d’eau distillée. Les contrôles positifs étaient le Trolox et l’acide ascorbique à une concentration de 100 µg/mL mélangés à 180 μL du mélange FRAP. Les plaques préparées ont été incubées pendant 20 min, après quoi des mesures d’absorbance ont été prises à λ = 593 nm à l’aide d’un lecteur de plaques (BioTek Synergy SH1MG, Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). La courbe étalon de Trolox (Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) a été préparée dans une plage de concentrations (0–1000 μM). Trois expériences indépendantes ont été réalisées dans l’étude, dans lesquelles chaque concentration des extraits testés et des échantillons positifs a été analysée trois fois. Les résultats ont été calculés sur la base de la formule de la courbe d’étalonnage et sont exprimés en équivalents Trolox (μM TE/L).

3.4.4. Détermination de l’activité de la superoxyde dismutase (SOD)

Pour évaluer le mécanisme potentiel de l’activité antioxydante des échantillons testés, leur effet sur l’activité de la superoxyde dismutase a été évalué selon le protocole fourni par le fabricant (ab65354, Abcam, Cambridge, UK). Les analyses ont été réalisées pour des échantillons d’extraits foliaires dans la plage de concentration de 25–500 µg/mL. La protéine SOD 1 humaine recombinante (ab112193, Abcam, Cambridge, UK) a été utilisée pour préparer la courbe étalon. L’activité de la SOD a été évaluée dans des plaques transparentes à fond plat de 96 puits. D’abord, 200 μL de solution de travail de sel monosodique de 2-(4-iodophényl)-3-(4-nitrophényl)-5-(2,4-disulfo-phényl)-2H-tétrazolium (WST) ont été ajoutés à chaque puits. Ensuite, 20 μL de solution de travail enzymatique (EWS) et 20 μL d’échantillons analysés à des concentrations individuelles ont été ajoutés. Trois échantillons blancs différents ont aussi été préparés selon les recommandations du fabricant du kit. L’échantillon blanc 1 a été préparé en ajoutant 20 μL d’EWS et 20 μL de ddH₂O aux puits, l’échantillon blanc 2 a été créé en ajoutant 20 μL de tampon de dilution (DB) et 20 μL des échantillons analysés, et l’échantillon blanc 3 a été créé en ajoutant 20 μL de DB et 20 μL de ddH₂O. La plaque a été soigneusement mélangée sur un agitateur orbital et incubée à l’obscurité à 37 °C pendant 20 min. L’absorbance des puits individuels a ensuite été mesurée à λ = 450 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (FilterMax F5, Thermo Fisher, Waltham, MA, USA). Les analyses consistaient en trois expériences indépendantes, dans lesquelles chaque concentration des extraits testés a été testée en duplicata selon les instructions du fabricant. La capacité à inhiber l’activité de la SOD a été calculée à partir de l’équation suivante : (3) % activité SOD = {[(A blanc1 − A blanc3) − (A échantillon − A blanc2)] / (A blanc1 − A blanc3)} × 100

3.4.5. Détection des taux intracellulaires d’espèces réactives de l’oxygène (ROS)

L’activité antioxydante des extraits testés a aussi été évaluée en mesurant le niveau intracellulaire d’espèces réactives de l’oxygène (ROS) dans les fibroblastes et kératinocytes humains à l’aide de la sonde fluorogène H₂DCFDA. Brièvement, les deux lignées cellulaires ont été ensemencées séparément sur des plaques noires de 96 puits à une densité de 1 × 10⁴ et cultivées pendant 24 h en milieu DMEM à 37 °C. Ensuite, le milieu a été aspiré des puits et remplacé par des concentrations individuelles des six extraits foliaires testés (dans la plage de concentration de 25–250 µg/mL) dissous dans le DMEM. Les plaques ainsi préparées ont été incubées dans un incubateur pendant 24 h. Après ce temps, les solutions d’extraits ont été retirées, et les cellules ont été traitées avec 10 µM de H₂DCFDA (Sigma Aldrich, Saint Louis, MO, USA) dissous dans le DMEM sans ajout de sérum FBS. Pour induire un stress oxydatif dans les cellules, du peroxyde d’hydrogène (H₂O₂, Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) a aussi été ajouté à chaque puits à une concentration finale de 500 µM. Les contrôles négatifs étaient des cellules (séparément HDF et HaCaT) non traitées au H₂O₂ ni aux extraits testés, et les contrôles positifs étaient des cellules traitées seulement avec 500 µM de peroxyde d’hydrogène dissous dans le DMEM. Les taux de ROS dans les cellules cutanées in vitro traitées avec les échantillons testés ont été évalués spectrophotométriquement en mesurant la fluorescence à une longueur d’onde d’excitation de λ = 485 nm et une longueur d’onde d’émission de λ = 530 nm après 60 min d’incubation avec la sonde fluorescente. Les mesures ont été réalisées à l’aide d’un lecteur de microplaques (FilterMax F5, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Les analyses ont été réalisées en utilisant trois expériences indépendantes, dans lesquelles chaque concentration d’extraits a été testée en triplicata.

3.5. Analyse de la cytotoxicité

3.5.1. Culture cellulaire

L’analyse de la cytotoxicité des extraits testés et de leur effet sur le niveau intracellulaire d’espèces réactives de l’oxygène a été réalisée sur deux lignées de cellules cutanées, les fibroblastes humains (HDF) et les kératinocytes (HaCaT). Les taux de cytokines pro- ou anti-inflammatoires ont été évalués sur les cellules HDF. Les deux lignées utilisées ont été achetées chez CLS Cell Lines Service (Eppelheim, Allemagne). Les cellules ont été cultivées en DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium, Biological Industries, Cromwell, CO, USA) additionnellement supplémenté avec du pyruvate de sodium, de la L-glutamine, du glucose (4,5 g/L) et du sérum de veau fœtal à une concentration finale de 10,0 % (Genos, Łódź, Pologne). Pour prévenir la contamination du milieu, il a été additionnellement supplémenté avec 1,0 % d’antibiotiques (100 U/mL de pénicilline et 1000 μg/mL de streptomycine, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Les cellules ont été cultivées dans des flacons de culture (Googlab Scientific, Rokocin, Pologne) avec une surface de croissance de 75 cm². La culture a été réalisée dans un incubateur à 37 °C, 95,0 % d’air et 5,0 % de dioxyde de carbone. Les cellules ont été repiquées par trypsinisation après avoir atteint environ 70–80,0 % de confluence.

3.5.2. Tests Alamar Blue (AB) et Neutral Red (NR)

Deux tests ont été utilisés pour évaluer la cytotoxicité des extraits foliaires testés. Le premier était basé sur la mesure du niveau de réduction du sel de sodium de résazurine (test Alamar Blue (AB), Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne), tandis que le second permettait l’évaluation de la capacité des cellules à accumuler le colorant Neutral Red dans les lysosomes (test Neutral Red (NR), Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne). Les études ont été réalisées d’après la méthodologie décrite précédemment par Ziemlewska et al. avec des modifications mineures. La réduction de la résazurine a été évaluée sur des cellules cultivées sur des plaques noires à fond plat de 96 puits, tandis que l’incorporation de Neutral Red a été évaluée sur des plaques transparentes à fond plat (Googlab Scientific, Rokocin, Pologne). 24 h après l’ensemencement des cellules sur les plaques, les cellules ont été exposées aux extraits testés à des concentrations de 25 à 250 µg/mL pendant 24 h. Les cellules contrôles étaient à la fois des fibroblastes et des kératinocytes (séparément) non exposés aux échantillons testés et cultivés en milieu DMEM complet. Après 24 h, les solutions d’extraits dissoutes dans le DMEM ont été aspirées et remplacées par 60 µM de solution de résazurine. Ensuite, les cellules ont été incubées avec ce colorant pendant 2 h, après quoi la fluorescence a été mesurée dans les puits individuels à λ = 570 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Dans le cas du test utilisant le Neutral Red, après aspiration des concentrations individuelles d’extraits des puits (de manière analogue au test AB), 40 µg/mL de solution de Neutral Red ont été ajoutés à chaque puits. Ensuite, les cellules ont été incubées avec ce colorant dans un incubateur pendant 2 h. À l’étape suivante, les cellules (à la fois HDF et HaCaT) ont été lavées deux fois avec du tampon phosphate salin (PBS, Genos, Lodz, Pologne). Ensuite, pour libérer le colorant des lysosomes, un tampon de décoloration composé d’éthanol, d’acide acétique et d’eau dans un rapport de 50 % : 1 % : 49 % a été ajouté aux puits. Les plaques préparées ont été agitées sur un agitateur orbital pendant 15 min, après quoi l’absorbance de la solution dans les puits individuels a été mesurée à λ = 540 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA). La viabilité cellulaire a été calculée en supposant que la viabilité des cellules contrôles (non traitées aux extraits) était de 100 %. Trois expériences indépendantes ont été réalisées dans les analyses, testant chaque concentration d’extrait en triplicata.

3.6. Évaluation de l’activité antibactérienne

3.6.1. Test de diffusion sur disque

L’impact des extraits foliaires analysés sur la croissance des bactéries pathogènes a été évalué à l’aide de la méthode de diffusion sur disque décrite précédemment par Nizioł-Łukaszewska et al. Les souches analysées ont été obtenues auprès de l’American Type Culture Collection (Manassas, VA, USA). Les analyses antibactériennes ont été réalisées sur Staphylococcus aureus ATCC BAA-2312, Staphylococcus capitis ATCC® 146™, Staphylococcus epidermidis ATCC® 49134™, Bacillus subtilis ATCC® 19659, Micrococcus luteus ATCC® 10240™, Yersinia enterocolitica ATCC® 27729 et Pseudomonas aeruginosa ATCC® 35032. À la première étape, 10 mL de milieu gélosé approprié pour les souches bactériennes individuelles ont été versés sur des boîtes de Petri stériles. Les milieux utilisés dans l’étude étaient la gélose tryptone soja, la gélose nutritive, la gélose LB et la gélose MRS obtenues chez Argenta (Poznań, Pologne). Ensuite, les souches bactériennes individuelles ont été inoculées sur les milieux préalablement préparés sur les boîtes de Petri. La densité de l’inoculum était de 5 × 10⁷ UFC (unités formant colonie)/mL. À l’étape suivante, des disques stériles de papier filtre ont été imbibés de diverses concentrations des extraits testés (50, 250 et 500 µg/mL), qui avaient été préalablement stérilisées à travers des filtres à membrane (0,22 µm). Les disques imbibés ont été placés sur la surface des milieux solidifiés sur les boîtes de Petri, sur lesquelles les souches bactériennes individuelles avaient été préalablement inoculées. Un disque stérile imbibé d’eau désionisée stérile a été utilisé comme contrôle négatif. Les contrôles positifs étaient des antibiotiques appropriés inhibant la croissance des micro-organismes testés. La vancomycine a été utilisée comme antibiotique de référence pour S. aureus, S. epidermidis, S. capitis et B. subtilis. Pour M. luteus, l’érythromycine a été appliquée, tandis que la ciprofloxacine a servi d’antibiotique de référence pour Y. enterocolitica et P. aeruginosa. Les plaques préparées ont été placées dans un incubateur et cultivées à 35 ± 2 °C pendant 24 h. Ensuite, la capacité d’inhibition de la croissance des souches testées a été évaluée en mesurant le diamètre de la zone d’inhibition de croissance.

3.6.2. Détermination des concentrations minimales inhibitrices (CMI)

L’activité antibactérienne des échantillons testés a aussi été évaluée en déterminant la concentration minimale inhibitrice (CMI). À cette fin, les extraits testés ont été évaporés puis dissous dans de l’eau distillée stérile pour obtenir une solution mère à une concentration de 10 mg/mL. La CMI a été déterminée à l’aide de la technique de microdilution en bouillon avec le p-iodonitrotétrazolium violet (INT, Merck KGaA, Darmstadt, Allemagne) comme indicateur de croissance, selon la procédure décrite par Eloff. L’analyse a débuté par de multiples dilutions en bouillon pour obtenir des concentrations de 25 à 2000 μg/mL. Ces dilutions ainsi préparées des extraits testés (en triplicata) ont été placées dans des microplaques de 96 puits à fond plat. Ensuite, une suspension des souches bactériennes individuelles (5 × 10⁴ unités formant colonie (UFC)) a été ajoutée à chaque puits. Pour chacun des micro-organismes testés, un puits de contrôle de stérilité, un puits d’antibiotique et un puits de contrôle de croissance ont aussi été préparés. Les plaques ont été soumises à une incubation de 24 h à 37 °C. Après ce temps, 40 μL de solution d’INT à une concentration de 0,4 mg/mL ont été ajoutés à chaque puits et incubés pendant 30 min. La valeur de CMI a été déterminée comme les concentrations des extraits foliaires individuels qui inhibaient complètement la croissance des souches bactériennes testées. Dans le cadre des analyses, trois expériences indépendantes ont été réalisées.

3.7. Évaluation de l’activité anti-inflammatoire

Pour évaluer les effets anti-inflammatoires des extraits obtenus des feuilles de M. domestica, P. armeniaca et P. cerasus, les taux d’IL-1β, d’IL-6 et d’IL-10 ont été mesurés dans les fibroblastes (HDF) traités avec le lipopolysaccharide bactérien (LPS, 10 µg/mL) dérivé d’Escherichia coli O111:B4 pendant 24 h. Simultanément, les cellules cultivées dans des plaques de 6 puits ont été traitées avec les extraits testés à des concentrations de 50 et 125 µg/mL. Cette étude a aussi évalué l’activité des niveaux de diclofénac à une concentration de 10 µg/mL. Après 24 h d’incubation des cellules exposées au LPS et aux échantillons analysés, le DMEM a été retiré des puits. Les puits ont ensuite été lavés au PBS, et 150 µL de tampon RIPA ont été ajoutés à chaque puits, conduisant à la lyse cellulaire. Les échantillons ainsi préparés ont été analysés à l’aide de kits ELISA commerciaux (Elabscience Biotechnology Inc., Houston, TX, USA) selon les instructions du fabricant. L’absorbance a été mesurée à 450 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (FilterMax F5, Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA). Les cellules qui n’ont été ni traitées au LPS ni aux extraits étaient des contrôles négatifs (NC), tandis que les cellules traitées au LPS mais non traitées aux extraits étaient des contrôles positifs (PC).

3.8. Analyse statistique

L’analyse statistique a débuté par la vérification que les données obtenues au cours des analyses conduites répondaient à l’hypothèse de normalité et étaient soumises à une distribution normale. À cette fin, le test de Shapiro–Wilk a été réalisé. Les valeurs des paramètres analysés ont été présentées sous forme de moyenne ± écart-type (SD). Ensuite, la signification statistique a été évaluée à l’aide de l’analyse de variance à deux facteurs (ANOVA) suivie du test post hoc de Dunnett pour les comparaisons de groupes. La signification statistique a été considérée comme **** p < 0,0001, *** p < 0,001, ** p < 0,01 et * p < 0,05 par rapport au groupe contrôle. GraphPad Prism 8.4.3 (GraphPad Software, Inc., San Diego, CA, USA) a été utilisé pour réaliser les analyses statistiques.

4. Conclusions

Les études conduites ont clairement démontré que les extraits obtenus des feuilles de pommier, d’abricotier et de cerisier présentent une activité biologique significative, incluant des propriétés antioxydantes, anti-inflammatoires et antibactériennes. Tous les extraits testés ont montré un potentiel antioxydant considérable, les extraits à base d’éthanol affichant l’activité la plus élevée, indiquant leur plus grande capacité à neutraliser les radicaux libres. Les effets antioxydants observés des extraits testés sont médiés à la fois par des mécanismes non enzymatiques, tels que le piégeage des radicaux libres et la réduction des ions métalliques, ainsi que par des voies enzymatiques impliquant la modulation de l’activité de la SOD. Parmi les échantillons analysés, les extraits de feuilles de pomme ont présenté la plus forte activité anti-inflammatoire, tandis que les extraits de feuilles d’abricot ont montré le plus large spectre antibactérien, inhibant efficacement la croissance de l’ensemble des sept souches pathogènes testées. De plus, à des concentrations plus faibles, ces extraits n’ont pas présenté de cytotoxicité envers les cellules cutanées humaines in vitro et peuvent offrir une protection contre le stress oxydatif induit par le peroxyde d’hydrogène, suggérant leurs effets protecteurs et régénérateurs potentiels sur la peau.

Les résultats soulignent l’importance de l’utilisation des matières résiduelles d’origine végétale, telles que les feuilles d’arbres fruitiers, comme source précieuse de composés bioactifs pour des formulations cosmétiques innovantes. Comme montré dans ce travail, l’utilisation de différents systèmes d’extraction permet d’obtenir différentes quantités et types de composés phytochimiques, ce qui affecte significativement le profil d’activité biologique des extraits. La variété de solvants utilisés permet l’isolement sélectif de classes spécifiques de composés actifs, ce qui crée des opportunités pour optimiser le processus d’extraction pour des propriétés fonctionnelles spécifiques du produit final. Les résultats obtenus confirment la validité de la poursuite des recherches sur l’utilisation de matières végétales résiduelles comme source durable d’ingrédients actifs pour l’industrie cosmétique.

Les données obtenues constituent une base prometteuse pour la poursuite des travaux sur l’utilisation de ces extraits dans des produits à potentiel cosmétique. Les résultats suggèrent la bonne biocompatibilité de ces extraits (en particulier, l’absence de toxicité envers les cellules cutanées), ce qui peut indiquer leur utilisation potentielle dans des produits cosmétiques ou dermatologiques, en particulier dans des formulations pour peaux sensibles ou à problèmes. Cependant, il est important de souligner un certain nombre de limitations qui peuvent affecter l’interprétation des résultats et l’application ultérieure des extraits. La composition phytochimique des feuilles de plantes est fortement influencée par les conditions environnementales, telles que l’emplacement de la culture, le type de sol, l’ensoleillement, la saison de récolte et le processus de séchage utilisé. Ces différences peuvent conduire à une variabilité de la teneur en composés actifs, rendant la standardisation et la comparaison des résultats difficiles. L’étude a utilisé des modèles in vitro qui, bien que couramment utilisés comme première étape dans l’évaluation de la sécurité et de l’activité biologique, ne reflètent pas pleinement les mécanismes complexes se produisant dans un organisme vivant. Des facteurs tels que le métabolisme cutané, le microbiome, le système immunitaire ou les réactions allergiques ne peuvent pas être pris en compte in vitro. Par conséquent, d’autres études in vivo — à la fois dans des modèles animaux et dans des essais cliniques — sont nécessaires à l’étape suivante pour confirmer la sécurité et l’efficacité des extraits sur la peau humaine. De plus, un aspect important est d’évaluer la stabilité des extraits dans la formulation cosmétique finie, ce qui peut avoir un impact sur leur performance réelle après application. Les interactions potentielles avec d’autres ingrédients de la formulation, tels que les conservateurs, les émulsifiants ou le pH de la formulation, peuvent aussi modifier l’activité des extraits et nécessitent une analyse plus approfondie.

Dans les études futures, il est prévu d’approfondir l’analyse des mécanismes d’action des extraits, y compris l’utilisation de techniques moléculaires telles que le Western blot, pour évaluer l’expression de protéines sélectionnées impliquées dans les processus inflammatoires et le stress oxydatif. De plus, les études seront étendues à des analyses sur des cellules de cancer de la peau et des modèles cutanés 3D. À plus long terme, il sera aussi souhaitable de déterminer la stabilité et la biodisponibilité des composés actifs dans des conditions physiologiques et leur activité synergique potentielle en combinaison avec d’autres ingrédients naturels.

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Abricotier - cytotoxicite, activites antioxydante, antibacterienne & anti-inflammatoire des feuilles (Molecules 2025)