Activités antimicrobienne et antiprotozoaire in vitro, criblage phytochimique et toxicité des métaux lourds de différentes parties de Ballota nigra
Référence : BioMed Research International 2014. — PMID 25054139 · DOI 10.1155/2014/321803 Type : etude in vitro · Plante : Ballote noire · Propriété → Antimicrobien Accès : ⭐ libre (open access) → texte intégral traduit Fidélité : traduction intégrale, section par section ; figures/tableaux « [ ] ». Appels [n] omis.
Résumé
L’étude a été menée pour évaluer les composés phytochimiques (flavonoïdes, terpénoïdes, saponines, tanin, alcaloïdes et phénol) dans différentes parties (racine, tige et feuilles) de Ballota nigra et pour les corréler à l’inhibition de microbes (bactéries et champignons), d’un protozoaire (Leishmania) et à l’évaluation de la toxicité des métaux lourds. Dans la racine et la tige, les flavonoïdes, les terpènes et les phénols étaient présents dans les fractions solubles dans l’éthanol, le chloroforme et l’acétate d’éthyle ; celles-ci se sont révélées les fractions inhibitrices les plus actives contre toutes les souches testées de bactéries, de champignons et de leishmanies. Dans les feuilles, les flavonoïdes, les terpènes et les phénols étaient présents dans les fractions éthanol, chloroforme et n-butanol, qui furent les fractions les plus actives contre les deux types de microbes et le protozoaire (leishmanie) dans l’étude in vitro. Les fractions éthanol et chloroforme montrent l’inhibition maximale contre Escherichia coli (17 mm).
Les criblages phytochimiques et biologiques ont été corrélés à la présence de métaux lourds dans la plante sélectionnée Ballota nigra. Le Cr a été trouvé au-dessus de la valeur admissible (au-dessus de 1,5 mg/kg) dans toutes les parties de la plante. Le Ni était au-dessus de la limite de l’OMS dans la racine et les feuilles de B. nigra (respectivement 3,35 ± 1,20 mg/kg et 5,09 ± 0,47 mg/kg). Le Fe était au-dessus de la valeur admissible dans toutes les parties de B. nigra (au-dessus de 20 mg/kg). Le Cd était au-dessus de la valeur admissible dans toutes les parties de la plante (au-dessus de 0,3 mg/kg). Le Pb était au-dessus de la limite de l’OMS (au-dessus de 2 mg/kg) dans toutes les parties de Ballota nigra.
1. Introduction
Différentes parties (fruit, fleur, feuille, tige, racine et rameaux) d’une grande variété de plantes médicinales sont utilisées comme médicaments en raison de leurs propriétés médicinales. Certains de ces médicaments sont employés sous forme brute par les hakims (guérisseurs) et soigneurs locaux. Certains sont utilisés en petites quantités, tandis que d’autres, employés sous forme brute, sont récoltés en grandes quantités pour être commercialisés sur le marché. Dans les pays en développement, la plupart des gens utilisent à des fins curatives des médecines traditionnelles issues de plantes ou d’herbes. Les antibiotiques ont quelques effets secondaires courants sur l’hôte, notamment des réactions allergiques, une immunosuppression et une hypersensibilité. Toutes ces études de criblage montrent que les extraits végétaux possèdent une activité antimicrobienne.
Mericli et al. (1988) ont étudié que Ballota acetabulosa est utilisée en médecine populaire. Saltan Çitoğlu et al. (2003) ont réalisé une expérience sur les activités antimicrobiennes de 16 espèces de Ballota poussant en Turquie. Un extrait éthanolique brut a été utilisé contre des souches bactériennes à Gram positif et à Gram négatif dans une étude in vitro. L’extrait éthanolique brut a également été utilisé contre différentes souches fongiques (C. krusei, C. glabrata et C. albicans). Les deux activités antimicrobiennes ont été réalisées par la méthode de diffusion sur disque. Les résultats montrent que les espèces de Ballota étaient de bons agents antimicrobiens et d’excellents agents antifongiques.
Les micro-organismes peuvent produire de nombreux types de toxines à différents stades de leur cycle de vie. Ces toxines agissent alors comme des antigènes pour l’homme, les plantes et d’autres animaux et causent de graves problèmes et infections. Ces organismes se propagent couramment par le sang et le système lymphatique.
La leishmaniose est une maladie causée par un parasite trypanosomatidé appartenant à la famille des protozoaires. Le genre de ce parasite est Leishmania. Sa source de transmission est un phlébotome femelle (mouche des sables) qui pique l’homme. Il existe trois formes différentes de leishmaniose : cutanée, viscérale et cutanéo-muqueuse. Parmi ces trois types, la leishmaniose cutanée est mortelle. De nos jours, dix millions de personnes souffrent de leishmaniose cutanée. Une personne sur vingt dans le monde souffre de leishmaniose cutanée.
Les plantes médicinales contiennent des substances actives utiles qui peuvent être employées à des fins curatives, soit sous leur forme pure, soit comme précurseurs pour synthétiser de nouveaux médicaments utiles. L’importance de ces plantes médicinales dépend de la présence de substances phytochimiques actives contre différents microbes.
Les plantes accumulent différents métaux lourds à différentes concentrations. Une consommation excessive de produits à base de plantes peut entraîner une absorption excessive de métaux lourds, ce qui peut provoquer de graves complications telles qu’un empoisonnement cumulatif, un système nerveux endommagé, un cancer et, à terme, la mort. La contamination par des métaux lourds comme le cadmium, le cuivre, le plomb et le nickel, lorsqu’ils s’accumulent dans les plantes au-dessus de la valeur admissible, provoque une pollution environnementale et peut causer de graves complications de santé. Les utilisateurs doivent donc être conscients des limites admissibles des métaux lourds. Comme les animaux sont sensibles à la concentration en métaux lourds, cela engendre différentes maladies. Comme les animaux, les plantes sont elles aussi sensibles à la concentration en métaux lourds. Les activités humaines jouent un rôle majeur dans l’augmentation de la concentration en métaux lourds dans l’environnement. Au cours des dernières décennies, le niveau de métaux lourds dans l’environnement a sérieusement augmenté, principalement en raison des activités humaines. Il est donc très nécessaire de déterminer la contamination de l’environnement par les métaux lourds, de manière très précise et rapide, en particulier pour les métaux lourds toxiques.
2. Matériels et méthodes
2.1. Récolte et séchage des matériels végétaux
Une quantité suffisante de Ballota nigra a été récoltée à Latamber, district de Karak, Khyber Pakhtunkhwa, et a été identifiée par Nisar Ahmad, chargé de cours au Département de botanique de la Kohat University of Science & Technology, Kohat, Pakistan. Les échantillons ont été correctement rincés à l’eau distillée pour éliminer la saleté, la poussière et d’autres parasites éventuels, puis séchés à l’ombre à 25–30 °C. Les parties séchées (racine, tige et feuilles) ont été réduites en poudre séparément, puis conservées dans des sacs en plastique propres et secs pour un traitement ultérieur.
2.2. Procédure d’extraction
Les racines, tiges et feuilles séchées de Ballota nigra, d’un poids de 2 kg chacune, ont été prélevées et macérées dans l’éthanol pendant 15 jours séparément, puis extraites à température ambiante dans le même solvant, puis filtrées. Les filtrats ont été évaporés sous pression réduite au moyen d’un évaporateur rotatif sous vide à 35 °C pour donner des extraits bruts (210 g). Ces extraits ont été séchés et pesés, puis remis en suspension dans l’eau et partagés successivement avec du n-hexane, du chloroforme, de l’acétate d’éthyle et du n-butanol pour obtenir leurs fractions solubles. Le poids de chaque fraction était de : n-hexane (23 g), chloroforme (42 g), acétate d’éthyle (25 g), n-butanol (30 g) et fraction aqueuse (60 g).
2.3. Test antimicrobien
Dans cette étude, les extraits et diverses fractions de Ballota nigra ont été évalués pour leurs activités antimicrobiennes contre des bactéries à Gram positif et à Gram négatif et contre des champignons. Les six souches bactériennes Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae, Enterococcus faecalis et Salmonella typhi ont été utilisées, et quatre souches fongiques Aspergillus niger, Aspergillus flavus, Aspergillus fumigatus et Fusarium solani ont été testées.
2.4. Préparation du composé à tester
Des solutions dans le diméthylsulfoxyde (DMSO) des extraits et fractions, à la même concentration de 2 µg/µL, ont été préparées. Le DMSO a été utilisé comme solvant, car il ne présente aucune activité inhibitrice contre les bactéries et les champignons. Dans des fioles coniques séparées, une solution de gélose nutritive à une concentration de 28 g/L a été préparée. La solution de milieu, les boîtes de Petri et l’emporte-pièce ont été stérilisés pendant 15 minutes à une pression de 1,5 livre à 121 °C à l’autoclave. Le milieu de gélose nutritive a été coulé dans les boîtes de Petri sous flux laminaire et laissé se solidifier pendant 20 minutes.
2.5. Bio-essai antibactérien
Le bio-essai antibactérien a été réalisé par la méthode de diffusion en puits sur gélose, en mesurant la zone d’inhibition contre les micro-organismes testés selon la méthode d’Asghari avec une légère modification.
2.6. Méthode du test en puits
Des puits de 6 mm ont été creusés dans le milieu à l’aide d’un emporte-pièce en plastique stérile. Chaque puits a reçu un numéro spécifique. La culture bactérienne a été inoculée/striée à la surface du milieu solidifié. Les solutions mères d’extraits bruts et de fractions ont été ajoutées dans les puits respectifs. Les zones d’inhibition ont été mesurées après 24 heures d’incubation à 37 °C en étuve. L’amoxicilline (5 µg/µL) et la lévofloxacine (5 µg/µL) ont été utilisées comme standards, comme contrôle positif, tandis que le DMSO a été utilisé comme contrôle négatif. Les zones d’inhibition des extraits bruts et des fractions n-hexane, chloroforme, acétate d’éthyle, n-butanol et aqueuse ont été comparées aux zones d’inhibition des médicaments standards, amoxicilline et lévofloxacine. Le total de la croissance dans chaque puits a été mesuré.
2.7. Bio-essai antifongique
Le bio-essai antifongique a été déterminé par la méthode de dilution en tube de gélose selon la méthode de Rehman et al. (2001) avec quelques modifications.
2.8. Méthode de dilution en tube de gélose
Quatre souches fongiques, à savoir Aspergillus flavus, Fusarium solani, Aspergillus fumigatus et Aspergillus niger, ont été utilisées pour les activités antifongiques. Pour rafraîchir les souches fongiques, une solution de bouillon nutritif à une concentration de 13 g/L dans de l’eau distillée a été préparée. Le milieu de bouillon nutritif a été stérilisé à l’autoclave et réparti à parts égales dans quatre fioles de 250 mL chacune. Dans chaque fiole, des colonies fongiques ont été inoculées séparément. Ces fioles ont ensuite été placées en étuve à 30 °C pendant 3 jours pour rafraîchir les souches fongiques. Dans une fiole conique d’un litre, 28 grammes de gélose nutritive ont été prélevés et dissous dans 1 L d’eau distillée. La fiole a été stérilisée à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes à une pression de 1,5 livre. Un antibiotique, le clotrimazole, a été pris comme standard de contrôle positif et dissous dans (2 µg/µL) d’eau distillée, tandis que le DMSO (6 µL/disque) a été pris comme contrôle négatif. Environ 9 mL de milieu ont été ajoutés dans des tubes à essai propres, secs et stérilisés. Des solutions d’extraits bruts et de sous-fractions ont été préparées, chacune à une concentration de 2 µg/µL. Un mL d’échantillon (2 µg/µL) a également été ajouté à chaque tube à essai ; le tube à essai a été maintenu en position inclinée pour former une pente. Le même processus a été répété pour tous les tubes à essai. Après refroidissement et solidification, la suspension d’inoculum fongique a été étalée de manière homogène sur le milieu gélosé à l’aide d’écouvillons de coton stériles. Ensuite, les tubes à essai ont été placés en étuve pendant 3 jours à 30 °C. Après 3 jours, la croissance fongique a été observée dans chaque tube à essai.
2.9. Bio-essai antileishmanien
L’activité antileishmanienne in vitro des extraits bruts et d’autres fractions de Ballota nigra a été évaluée. À cette fin, les échantillons ont été prélevés à Latamber, Karak, Khyber Pakhtunkhwa, Pakistan, chez de nombreux patients atteints de leishmaniose cutanée. La zone d’infection et la peau d’aspect normal adjacente à l’infection ont été lavées et stérilisées à l’éthanol. À l’aide d’un vaccinostyle ou d’une lame chirurgicale stérilisée, des incisions cutanées ont été pratiquées jusqu’à ce que le sang suinte de la partie infectée sur une périphérie. Sur le bord de la scarification, le sang est recueilli et conservé dans un tube Eppendorf contenant une solution saline à 0,9 %. Une quantité minime d’échantillon a été appliquée sur une lame puis observée au microscope pour rechercher les amastigotes non flagellés, tandis que dans d’autres parties, une solution tampon de pH 7,2 a été mélangée et placée en étuve pour la suite du processus. L’échantillon dans lequel des amastigotes ont été observés a été traité davantage.
2.10. Culture du parasite
Pour le processus de culture, la méthode de Hamid et al. (2012) a été utilisée avec quelques modifications. À partir des échantillons, le parasite leishmanien a été cultivé dans le milieu de culture RPMI 1640 (Sigma, USA). Une quantité de 0,3 g/30 mL de milieu RPMI 1640 a été dissoute dans (10 g/1000 mL) d’eau distillée et ajoutée à 20 petits tubes à bouchon vissé distincts. Pour éviter toute contamination bactérienne et fongique, l’antibiotique kanamycine a été mélangé. Aux tubes à essai, 1 mL de l’échantillon dans lequel l’amastigote a été observé a été ajouté. À 25 °C, les tubes à essai ont été placés en étuve (Memmert type Inb 500, Allemagne). Après une période d’incubation de 11 jours, le promastigote de Leishmania tropica en culture a été observé par coloration de Giemsa et vu au microscope Olympus à différents grossissements 10x, 40x et 100x.
2.11. Procédure leishmanicide
Sous flux laminaire, 4 mL de RPMI (1640) ont été prélevés dans chaque tube à essai. Environ 20 µL de colonie leishmanienne ont été ajoutés à chaque tube à essai avec le contrôle positif, sauf pour le tube à essai contenant le contrôle négatif. Puis les tubes ont été placés en étuve pendant 96 heures à 26 °C. Ensuite, 1 mL de solutions d’extraits et de fractions à une concentration de 25 µg/mL a été ajouté à ces tubes à essai contenant du milieu et bien agité pour un mélange complet. L’activité des extraits éthanoliques et des autres fractions a été analysée dans le contrôle non traité (DMSO sans extraits végétaux) et dans les autres tubes à essai après des intervalles de temps de 24 h, au microscope.
2.12. Analyse phytochimique
Des tests phytochimiques ont été réalisés sur l’extrait éthanolique et les autres fractions solubles dans les solvants, selon une procédure standard, pour identifier les constituants, comme décrit par Harborne et Sofowora pour la détection des alcaloïdes, tanins, saponines, flavonoïdes, terpènes et phénols.
Alcaloïdes. Une solution de HCl dilué à 70 % a été mélangée vigoureusement aux extraits et fractions, puis filtrée. Le réactif de Hager (solution saturée d’acide picrique) a été ajouté au filtrat. La formation d’un précipité de couleur jaune indique la présence d’alcaloïdes.
Saponines. Les extraits et fractions ont été chauffés séparément avec 10 mL d’eau distillée pendant 10 minutes. Le mélange a été filtré à chaud puis laissé refroidir. Ensuite, 2,5 mL de filtrat ont été prélevés et 10 mL d’eau distillée ont été ajoutés, et le tout a été agité vigoureusement pendant 2 minutes. La formation de mousse indique la présence de saponines dans le filtrat.
Tanins. Les extraits et fractions ont été chauffés séparément avec 20 mL d’eau distillée pendant cinq minutes au bain-marie et filtrés à chaud. Ensuite, 1 mL de filtrat froid a été mélangé à 5 mL d’eau distillée et quelques gouttes (2-3) de chlorure ferrique à 10 % ont été ajoutées. Un précipité bleu-noir ou brun-vert indique la présence de tanins.
Flavonoïdes. Les extraits et fractions ont été mélangés à 10 mL d’acétate d’éthyle, chauffés quelques minutes au bain-marie, puis filtrés. Mélanger 1 mL de solution d’ammoniaque diluée avec 4 mL de filtrat. La formation d’un précipité de couleur jaune indique la présence de flavonoïdes.
Terpènes. Mélanger 0,5 mg d’extrait et de fraction séparément avec 5 mL d’eau, puis ajouter 3 à 4 gouttes d’acétate d’éthyle. La formation d’une couleur vert vif indique la présence de terpènes.
Phénols. Ajouter 2 à 3 gouttes de solution de FeCl3 à 0,1 % aux extraits et fractions séparément. La formation d’une couleur noire ou bleuâtre indique la présence de phénol.
2.13. Analyse des échantillons de plante pour les métaux lourds
Pour la digestion à sec, la méthode standard de Khan et al. (2008) a été utilisée avec certaines modifications. Des poids précis d’échantillons de plante broyés et pulvérisés provenant de différentes parties ont été prélevés dans une capsule en porcelaine pour être chauffés dans une étuve à 105 °C pendant plusieurs heures afin d’éliminer l’humidité. Ce processus est appelé carbonisation. Ensuite, les échantillons exempts d’humidité après carbonisation ont été placés dans un four. La température du four a été progressivement augmentée de la température ambiante à 550 °C en 1 h. Les échantillons ont été calcinés pendant environ 5 h jusqu’à obtention d’un résidu de cendre grise ou blanche. Le contenu de la capsule en porcelaine a été refroidi à température ambiante dans des dessiccateurs et 2 mL de solution de HNO3 6 M ont été ajoutés dans la capsule ; lorsque nécessaire, le mélange a été chauffé pour dissoudre son contenu. Les solutions ont été filtrées dans une éprouvette graduée de 25 mL et diluées jusqu’au trait de jauge. Les solutions ont ensuite été conservées dans des flacons en plastique propres et secs. L’estimation des métaux lourds Fe, Zn, Ni, Co, Cu, Cr, Cd, Mn et Pb a été réalisée sur un spectrophotomètre d’absorption atomique à flamme (Perkin Elmer 400).
3. Résultats et discussion
3.1. Activité antibactérienne
Les activités antibactériennes in vitro des extraits bruts et des autres fractions solubles dans les solvants de Ballota nigra ont été réalisées, et elles ont été comparées aux antibiotiques standards (amoxicilline et lévofloxacine).
Dans les racines, les extraits bruts montrent une excellente activité inhibitrice contre toutes les souches bactériennes et ont une inhibition maximale contre Enterococcus faecalis (24 mm), Proteus mirabilis (22 mm) et Staphylococcus aureus (21 mm). La fraction chloroforme montre d’excellents résultats d’inhibition, avec un maximum de 23 mm contre Proteus mirabilis. L’acétate d’éthyle montre une activité prometteuse contre toutes les souches bactériennes et a une inhibition maximale contre Staphylococcus aureus (24 mm) et Proteus mirabilis (22 mm).
Les résultats antibactériens de la racine de B. nigra contre différentes souches bactériennes sont donnés dans le Tableau [ ] et la Figure [ ].
Dans la tige, l’extrait éthanolique était actif contre toutes les souches et la fraction aqueuse était inactive contre toutes, sauf K. pneumoniae et E. coli. La fraction hexane montre une activité inhibitrice contre S. aureus et E. coli. La fraction chloroforme était active contre toutes et montre une inhibition maximale (19 mm) contre S. aureus et 18 mm contre P. mirabilis. La fraction acétate d’éthyle montre une inhibition contre toutes, à l’exception d’E. coli.
Les résultats antibactériens de la tige de B. nigra contre différentes souches bactériennes sont présentés dans le Tableau [ ] et la Figure [ ].
Dans les feuilles, toutes les fractions à l’exception du chloroforme et du butanol étaient inactives contre S. typhi. Les fractions chloroforme et butanol montrent une inhibition contre toutes les bactéries et un maximum de 16 mm chacune contre K. pneumoniae. La fraction hexane montre une activité maximale de 18 mm contre K. pneumoniae.
Les résultats antibactériens des feuilles de B. nigra contre différentes souches bactériennes sont présentés dans le Tableau [ ] et la Figure [ ].
3.2. Activité antifongique
Les résultats antifongiques de la racine, de la tige et des feuilles de B. nigra sont présentés dans le Tableau [ ].
Aspergillus niger. L’extrait brut et toutes les fractions, à l’exception de la fraction aqueuse, étaient actifs et montrent une inhibition dans la racine, tandis que l’extrait éthanolique brut et la fraction hexane étaient les fractions actives dans la tige. Les fractions acétate d’éthyle, aqueuse et n-hexane dans les feuilles étaient inactives contre A. niger.
Aspergillus fumigatus. Toutes les fractions sauf les fractions hexane, aqueuse et n-butanol étaient actives dans les racines, tandis que toutes les fractions étaient actives à l’exception des fractions butanol et aqueuse dans la tige, et hormis les fractions aqueuse et n-hexane, toutes étaient actives dans les feuilles contre A. fumigatus.
Aspergillus flavus. Toutes les fractions sans compter la fraction aqueuse montrent une activité dans les racines, tandis que dans la tige, les fractions brute, chloroforme et acétate d’éthyle montrent une inhibition, et à l’exception des fractions aqueuse et n-hexane, toutes étaient actives dans les feuilles contre A. flavus.
Fusarium solani. Toutes les fractions étaient inactives sauf les fractions brute et hexane dans les racines ; toutes les fractions sauf le chloroforme et l’aqueuse étaient actives dans la tige ; et toutes les fractions sauf l’aqueuse montrent une inhibition dans les feuilles contre F. solani.
3.3. Activité antileishmanienne
Les extraits et cinq fractions de différentes parties de Ballota nigra ont été analysés pour l’identification des fractions actives contre le parasite leishmanien. Les solutions mères d’extraits et de différentes fractions ont été préparées dans le DMSO à une concentration de 25 µg/mL et 50 µg/mL et ont été testées contre le parasite leishmanien.
La comparaison de la croissance du parasite leishmanien dans le milieu et le contrôle DMSO est présentée dans le Tableau [ ].
Les résultats antileishmaniens des différents extraits et fractions de la racine, de la tige et des feuilles ont été donnés dans les Tableaux [ ], [ ] et [ ].
Les résultats montrent que les fractions extrait brut, chloroforme et acétate d’éthyle des racines de Ballota nigra ont une activité leishmanicide. Les fractions extrait éthanolique brut, chloroforme et acétate d’éthyle montrent une inhibition à partir du 6e jour et ne convertissent pas la forme amastigote en forme promastigote active. La fraction n-hexane montre une inhibition à partir du 8e jour, lorsque la forme amastigote du parasite leishmanien a été convertie en forme promastigote active. Les fractions aqueuse et butanol étaient inactives contre l’amastigote. Dans la tige, l’extrait éthanolique brut commence l’inhibition à partir du 5e jour ; les fractions butanol et acétate d’éthyle montrent une inhibition de l’amastigote du parasite leishmanien à partir du 7e jour. Les fractions n-hexane et chloroforme commencent l’inhibition de l’amastigote à partir du 8e jour. Les fractions extrait éthanolique brut, chloroforme et n-butanol des feuilles de Ballota nigra ont une action inhibitrice leishmanicide. La fraction acétate d’éthyle était active uniquement dans les feuilles et a une bonne inhibition. La fraction n-hexane dans toutes les parties de la plante ne confirme aucune activité inhibitrice prometteuse. La fraction n-hexane donne une inhibition après le 7e jour. Elle commence l’inhibition lorsque le stade de vie amastigote du parasite leishmanien commençait à se convertir en promastigote. La fraction aqueuse était complètement inactive dans toutes les parties de la plante.
3.4. Analyse phytochimique
Dans le Tableau [ ] sont présentés les résultats de l’évaluation phytochimique de différentes parties, de différents extraits et sous-fractions de Ballota nigra.
Les résultats montrent l’investigation phytochimique de l’extrait éthanolique brut et des sous-fractions solubles dans les solvants des racines de B. nigra. L’extrait brut et toutes les fractions donnent un résultat négatif pour les alcaloïdes, les saponines et les tanins. Les flavonoïdes étaient présents dans l’extrait éthanolique et les fractions chloroforme et acétate d’éthyle. Les terpènes étaient présents dans toutes les fractions sauf les fractions n-butanol et aqueuse. Les phénols donnent un test positif dans les fractions brute, chloroforme et acétate d’éthyle.
Dans l’investigation phytochimique de l’extrait éthanolique brut et des fractions de la tige de B. nigra, les alcaloïdes étaient absents dans toutes les fractions sauf l’extrait éthanolique. Les flavonoïdes étaient présents dans les fractions brute, chloroforme et n-hexane. Les terpènes, tanins et phénols étaient présents dans l’extrait éthanolique et les fractions acétate d’éthyle et n-butanol. Les saponines donnent un test négatif dans toutes les fractions.
Dans les feuilles de Ballota nigra, les saponines et les tanins étaient absents dans toutes les fractions. Les flavonoïdes et les phénols étaient présents dans toutes les fractions sauf dans les fractions n-hexane et aqueuse. Les terpènes étaient présents dans toutes les fractions sauf dans les fractions acétate d’éthyle et aqueuse.
3.5. Métaux lourds
Les résultats obtenus par spectrophotométrie d’absorption atomique ont ensuite été convertis en données significatives par la formule suivante, qui nous donne la concentration réelle en métal dans différentes parties de la plante sélectionnée Ballota nigra :
Concentration en métal (mg/kg) = [Concentration observée (ppm) × Volume d’échantillon préparé (mL)] / Poids de l’échantillon de plante (g).
Le niveau de concentration des métaux lourds dans la racine de Ballota nigra a été trouvé décroissant dans l’ordre Fe > Mn > Zn > Cr > Pb > Ni > Cd. Le niveau de concentration des métaux lourds dans la tige de Ballota nigra a été trouvé décroissant dans l’ordre Fe > Mn > Zn > Pb > Cr > Ni > Cd. Le niveau de concentration des métaux lourds dans les feuilles de Ballota nigra a été trouvé décroissant dans l’ordre Fe > Mn > Zn > Cr > Pb > Ni > Cd. Les résultats sont présentés dans le Tableau [ ] et la Figure [ ].
3.6. Métaux lourds au-dessus des limites admissibles
Le Tableau [ ] et la Figure [ ] montrent que le chrome était au-dessus de la valeur admissible dans toutes les parties, sachant que la limite maximale admissible (LMA) de l’OMS pour le chrome est de 1,5 mg/kg. Le nickel était au-dessus de la limite de l’OMS dans la racine et les feuilles de B. nigra, et la valeur admissible de l’OMS pour le nickel est de 1,5 mg/kg. Le fer était au-dessus de la valeur dans toutes les parties de B. nigra ; la valeur LMA de l’OMS pour le fer est de 20 mg/kg. Le cadmium était au-dessus de la valeur admissible dans toutes les parties et sa valeur LMA est de 0,3 mg/kg. Le plomb était au-dessus de la valeur admissible dans les feuilles tandis que sa valeur LMA de l’OMS est de 10 mg/kg.
4. Conclusion
Les résultats de l’étude antimicrobienne (antibactérienne et antifongique) de différentes parties de Ballota nigra indiquent que l’extrait brut et les fractions acétate d’éthyle et chloroforme étaient les fractions les plus actives. L’activité antiprotozoaire (antileishmanienne) de Ballota nigra a été évaluée pour la première fois, l’extrait brut et les fractions acétate d’éthyle et chloroforme de Ballota nigra ayant montré de bonnes propriétés leishmanicides. Mais différentes parties ont une inhibition variable. Il ressort clairement des résultats que la plante Ballota nigra accumule différents composés phytochimiques dans ses différentes parties. Ces substances chimiques sont responsables de diverses activités biologiques en perturbant le cycle de vie de différents microbes et en les tuant. Les résultats ont révélé que les plantes accumulent différents métaux dans leurs différentes parties (racine, tige et feuilles) à des concentrations diverses. Seuls quelques métaux (Cr, Ni, Fe, Cd et Pb) ont été observés au-dessus des limites de l’OMS. Ainsi, chaque plante médicinale devrait être analysée pour sa charge en contaminants ou en métaux lourds avant d’être traitée à des fins pharmaceutiques ultérieures ou pour la consommation humaine locale.
Il est recommandé que Ballota nigra est une plante importante d’un point de vue médicinal et peut être un candidat puissant pour d’autres bio-essais in vivo, ce qui conduirait à la synthèse de médicaments à base de plantes sûrs, sans ou avec moins d’effets secondaires, d’intérêt mondial.